CMV-IgG-ELISA PKS medac. Norsk 115-Q-PKS-VPN/010512

Transkript

1 CMVIgGELISA PKS medac Norsk QPKSVPN/010512

2 FABRIKANT medac Gesellschaft für klinische Spezialpräparate mbh Fehlandtstraße 3 D20354 Hamburg DISTRIBUSJON medac Gesellschaft für klinische Spezialpräparate mbh Geschäftseinheit Diagnostika Theaterstraße 6 D22880 Wedel Tel.: ++49/ 4103/ Fax: ++49/ 4103/ TINGE ADDRESS Tel.: ++49/ 4103/ Fax: ++49/ 4103/ QPKSVPN/010512

3 CMVIgGELISA PKS medac Enzym immunoassay med Pipetting Control System for kvantitativ påvisning av IgG antistoff mot cytomegalovirus (CMV) i serum, plasma og cerebrospinal væske (CSF) Cat. no.: 115QPKS BARE FOR IN VITRO DIAGNOSTISK BRUK INTRODUKSJON Cytomegalovirus (CMV) tilhører den human patologiske Herpesfamilien som er karakterisert ved et dobbelt trådet heliks DNA genom. Det er karakteristisk for disse virus at de vedvarer latent i organismen etter primærinfeksjon. Reaktivering av viruset kan derfor forekomme under visse omstendigheter. CMV infeksjoner hos immunokompetente personer er normalt symptomfrie. Hos personer som er immunosuppremerte (f. eks. transplantasjons pasienter, HIV positive, cancer pasienter og nyfødte) er en rekke alvorlige symptomer observert. CMV er en av de mest frekvente patogener ved prenatale infeksjoner og kan forårsake en rekke alvorlige sykdommer, inklusive senskader hos barn som er født uten symptomer. Avhengig av geografisk område og infeksjonens prevalens er CMV antistoff funnet hos % voksne. CMVIgGELISA PKS medac kan anvendes til screening for immunstatus hos pasienter med klinisk mistenkt CMV infeksjon. Dessuten er påvisning av CMV antistoff hos blodgivere av stor betydning fordi overføring av cytomegalovirus via blodtransfusjon til immunsuprememerte pasienter, f. eks. trasnplantasjons pasienter kan få alvorlige konsekvenser, f. eks. avstøtning. Påvisning av spesifikt IgG antistoff med den kvantitative CMVIgG ELISA PKS medac kan utføres raskt og enkelt. Ved å bruke test kontroller som er kalibrert mot referanse ved National Centre of Blood Products i Frankrike, blodbanken i Lille, er det mulig å angi det spesifikke anticmvigg nivå. 115QPKSVPN/

4 TEST PRINSIPP Platen er coated med CMV antigen. Det CMVspesifikke antistoffet i prøvene blir selektivt bundet til antigenet. Peroxidasekonjugert antihuman IgG antistoff bindes til IgG antistoff (P = peroxidase). Inkubering med TMBsubstrat (*). Reaksjonen stoppes ved tilsetting av svovelsyre. Og absorpsjonen avleses fotometerisk. TESTENS FORDELER Pipetterings Kontroll Systemet gir visuell kontroll av hvert pipettering steg ved farge endringer. De brytbare mikrobrønn stripsen gir effektiv utnyttelese av testen. Mulighet for automatisering på åpne ELISA systemer. Ettpunkts bestemmelse, ingen standard kurve er nødvendig. Ingen ekstra kalibreringskurve ved CSF behøves. 115QPKSVPN/

5 KIT INNHOLD Cat. no.: 115QPKS 1. MTP Mikroplate: 12 x 8 brønner (merket med CMG, med ramme og tørremiddel, vakuum forseglet i en aluminium pose), brytbare, U formede, coatet med CMV antigen, BSA og ph indikator, ferdig til bruk. 2. CONTROL Negativ kontroll: 1 ampulle med 1,5 ml, humant serum, ferdig til bruk, inneholder BSA, fenol, ProClin TM 300 og gentamycin sulfat. 3. CONTROL + Positiv kontroll: 1 ampulle med 1,5 ml, humant serum, ferdig til bruk, inneholder FCS, BSA, fenol, ProClin TM 300 og gentamycin sulfat. 4. CAL Kalibrator: 1 ampulle med 1,5 ml, humant serum, ferdig til bruk, inneholder FCS, BSA, fenol, ProClin TM 300 og gentamycin sulfat. 5. WB Vaskebuffer: 1 flaske med 100 ml, PBS/Tween (10x), ph 7,2 7,4, inneholder ProClin TM VIRDIL Prøve fortynning: 1 flaske med 110 ml, PBS/Tween/BSA, ph 7,2 7,4, ferdig til bruk, inneholder ProClin TM CON Konjugat: 3 ampuller med 4,5 ml i hver, geit antihuman IgG, HRPkonjugert, ferdig til bruk, grønnfarget, inneholder BSA, fenol, ProClin TM 300 og gentamycin sulfat. 8. TMB TMBsubstrat: 1 ampulle med 10 ml, ferdig til bruk. 9. STOP Stopp løsning: 2 ampuller med 11 ml i hver, 0,5 M svovelsyre (H 2 SO 4 ), ferdig til bruk. 115QPKSVPN/

6 1. OPPBEVARING OG STABILITET Materiale/Reagens Tilstand Lagring Stabilitet Test kit uåpnet C inntil utløpsdato Mikroplate åpnet C i posen 6 uker med tørremiddel Kontroller/ åpnet C 6 uker Kalibrator Vaskebuffer fortynnet C 6 uker Prøve fortynning åpnet C 6 uker Konjugat åpnet C 6 uker TMBsubstrat åpnet C 6 uker Stopp løsning åpnet C Inntil utløpsdato Ikke bruk reagensene etter utløpsdatoen. 2. REAGENSER SOM ER NØDVENDIG, MEN SOM IKKE FØLGER MED I KITET 2.1. Destillert vann. Bruk av deionisert vann kan forstyrre test prosedyren Justerbare mikropipetter Rene glass eller plastikk beholdere til fortynning av vaskebuffer og prøver Passende utstyr for mikroplate vasking (f.eks multistepper eller ELISA vasker) Inkubator for 37 C Mikroplate leser med filtere for 450 nm og nm. 3. TILLAGING AV REAGENSER Alle kit komponenter må få romtemperatur før bruk. Beregn det nødvendige antall brønner som trengs Mikroplate Aluminium posen må forsegles helt tett igjen etter hver gang det taes ut brønner. Oppbevaring og stabilitet til brønnene er nevnt i avsnitt 1. NB: Mikroplate brønnene har en lys grønn farge. Eventuell forekomst av grønnlige brune farge på innsiden av brønnene skyldes produksjons prosessen og har ingen innvirkning på testen utførelse. 115QPKSVPN/

7 3.2. Vaskebuffer Bland en del vaskebuffer (10x) med ni deler destillert vann (f. eks. 50 ml vaskebuffer (10x) med 450 ml vann). 10 ml vaskebuffer rekker til åtte brønner. Krystaller i vaskebufferen (10x) må løses opp ved oppvarming (maks. 37 C) og/eller risting ved romtemperatur. Ikke bland test spesifikke reagenser (mikroplate, kontroller, konjugat, kalibrator) fra forskjellige lot nr. Prøve fortynning, vaskebuffer, TMBsubstrat og stopp løsning kan benyttes i alle de virologiske ELISA kit til medac. Reagenser fra andre produsenter kan ikke brukes. Gyldige og reproduserbare resultater kan bare oppnåes hvis prosedyren er fulgt nøyaktig. 4. Prøver 4.1. Testen er egnet for serum, plasma og CSF prøver (For CSF se avsnitt 8.). Pasientprøvene kan oppbevares i 7 dager ved 28 C. For lengre oppbevaring må prøvene fryses ved 20 C. Unngå gjentatte tining og frysing av prøvene Forbehandling av sera(f. eks. inaktivering) er ikke nødvendig. Men de må ikke være kontaminert med mikroorganismer eller inneholde røde blod legemer Serum og plasma prøver må fortynnes 1:200 med prøve fortynning. Vi anbefaler å lage en start fortynning på 1:50. (f. eks. 10 µl serum µl(virdil prøvefortynning). For ytterligere 1:4 fortynning lag bare det nødvendige volum. (f. eks. 20 µl fortynnet serum + 60 µl prøvefortynning). Prøver utenfor måleområdet kan fortynnes ytterliggere Diagnostisk bruk av serumcsf er beskrevet i detalj i avsnitt 8. 5.A. TEST PROSEDYRE 5.1. Klipp opp aluminium posen overfor zip låsen og ta ut det nødvendige antall mikroplate brønner (se 3.1.). Mikroplate brønnene er ferdig til bruk og behøver ikke pre vaskes La brønn A1 være tom for blank avlesning (se avsnitt 6.A.). Tilsett 50 µl av hver fortynnet prøve samt negative og positive kontroll samt kalibrator i duplikat til brønnene 115QPKSVPN/

8 Etter pipettering av prøvene (ph nøytral eller basisk væske) vil brønnene bli blå. Manglende fargeendring i en brønn indikerer at ikke har blitt tilsatt prøve eller kontroll. Om nødvendig kan mikroplate brønnene oppbevares i et fuktighets kammer ved 2 8 C i opptil 60 minutter før videre prosedyre Inkuber mikroplate brønnene i 60 min (± 5 min) ved 37 o C (± 1 C) i et fuktighetskammer eller forseglet med inkuberings dekkfolie) Etter inkubasjonen vaskes mikroplate brønnene tre ganger med 200 µl vaskebuffer/brønn. Pass på at alle mikrobrønnene blir fylt helt opp. Etter vaskingen bankes mikroplate brønnene mot et absorberende papir. Brønnene må ikke få tørke ut! Fortsett umiddelbart! 5.5. Tilsett konjugat (grønn farget) til hver brønn unntatt A1. 50 µl konjugat må pipetteres til brønnene hvis testen blir gjort manuelt. NB: Hvis det brukes automatisk utstyr må 60 µl konjugat pipetteres til hver brønn grunnet stor fordampning i utstyrets inkuberingskammer. Egnetheten til testen for automatisering er bekreftet under evalueringen av testen. Men vi anbefaler å kontrollere kompatibiliteten med det utstyret som laboratoriet bruker Inkuber igjen i 60 min (± 5 min) ved 37 o C (± 1 o C) i et fuktighetskammer, eller forseglet med inkubasjons dekkfolie) Etter inkubasjonen vaskes mikroplate brønnene igjen (se avsnitt 5.4.) Tilsett 50 µl TMBsubstrat til hver brønn (også A1) og inkuber mørkt i 30 min (± 2 min) ved 37 o C (± 1 C) i et fuktighets kammer, eller forseglet med inkubasjons dekkfolie. Positive prøver blir blå Stopp reaksjonen ved å tilsette 100 µl stopp løsning til hver brønn (også A1). Positive prøver blir gule. Tørk undersiden av mikroplate brønnene før de avleses i fotometeret og pass på at det ikke er luftbobler i brønnene. Avlesningen må gjørs innen 15 min etter tilsetning av stopp løsningen. 115QPKSVPN/

9 5.B. TABELL FOR TEST PROSEDYREN Neg. kontroll Pos. kontroll Kalibrator Prøve Blank (A1) Negativ kontroll 50 µl Positiv kontroll 50 µl Kalibrator Prøve 50 µl 50 µl Inkuber i 60 min ved 37 C, vask 3 x med 200 µl vaskebuffer Konjugat 50/60 µl*) 50/60 µl*) 50/60 µl*) 50/60 µl*) Inkuber i 60 min ved 37 C, vask 3 x med 200 µl vaskebuffer TMBsubstrat 50 µl 50 µl 50 µl 50 µl 50 µl Inkuber mørkt i 30 min ved 37 C Stopp løsning 100 µl 100 µl 100 µl 100 µl 100 µl fotometrisk avlesing ved 450 nm (ref nm) *) manuell/automatisk prosedyre (se 5.5.) 6.A. BEREGNING AV RESULTATENE (VALIDERING) Avles OD verdiene ved 450 nm (referanse bølgelengde nm). Trekk OD verdien til blank brønnen (brønn A1) fra alle de andre OD verdiene. Lotspesifikke data Det lotspesifikke data arket som følger med i kitet inneholder følgene informasjon: Lotspesifikk kalibrerings kurve Kurve parametere a, b og c Nominell OD value til kalibratoren Laveste OD grense for kalibratoren Nominell konsentrasjons range (AU/ml) til den positive kontrollen Validerings kriterier Gjennomsnitts OD verdien til den negative kontrollen må være < 0,150. Enhets verdien til den positive kontrollen må være innen den nominelle området som er nevnt i det lot spesifikke data arket. Gjennomsnitts OD verdien til kalibratoren må være over den laveste OD grensen som er nevnt i det lot spesifikke data arket. Ytterligere validitets kriterier for serumcsf par se avsnitt 8. Repeter kjøringen hvis resultatene ikke møter spesifikasjonen. 115QPKSVPN/

10 Korrigering av resultatene De målte OD verdiene til den positive kontrollen og prøvene må korrigeres som følger: Nominell OD verdi til kalibratoren OD korrigert = X OD målt Målt OD til kalibratoren Kvantitering av resultatene De korresponderende konsentrasjonene til de korrigerte OD verdiene i AU/ml kan leses fra den lot spesifikke kalibrator kurven (se lot spesifikt data ark). Alternativt kan konsentrasjonen kalkuleres ved bruk av formelen: Konsentrasjon[AU/ml] a = b/ 1 ODkorrigert c Flesteparten av de nye ELISA leserne tillater programmering av formelen, noe som gir mulighet for automatisk bearbeiding. Måle området spenner fra 0,45 to 15 AU/ml. Prøver over må tolkes som> 15 AU/ml. Disse verdier må ikke ekstrapoleres, men må retestes i en større fortynning. Cutoff er 0,55 AU/ml Grå sone = 0,45 0,65 AU/ml OBS! VIKTIG! Grunnet den matematiske algoritmen til kvantitering, kan negative eller ikke definerte AVverdier beholdes ved følgende tilfeller. Hvis de korrigerte OD verdiene er < c, blir negative AU verdier indikert. Disse prøvene skal tolkes som negative. Hvis den korrigerte OD verdien er = c (ikke lov å dividere med 0) må disse prøvene tolkes som negative. Sterkt positive prøver med korrigerte OD verdier a + c blir beregnet som negative eller ikke definert AU verdi (ikke lov å dividere med 0). Disse prøvene må retestes i en høyere fortynning elle må tolkes som 15 AU/ml. 6.B. TOLKNING AV RESULTATER/BEGRENSNINGER TIL METODEN Prøver med unit verdier under den laveste grensen i grå sonen tolkes som NEGATIVE med hensyn til immunitet. Prøver med unit verdier innen grå sonen tolkes som USIKRE. Disse prøvene bør retestes med sammen med nye prøver tatt 14 dager senere for å se om det er titer ending. 115QPKSVPN/

11 Prøver med unit verdier over den øvre grensen til grå sonen skal tolkes som POSITIVE. Resultatene skal alltid tolkes sammen med kliniske data og andre diagnostiske parametere. Lave falske positive reaksjoner forårsaket av antistoff mot andre Herpesvirus, ANA eller av heterofilt antistoff kan ikke utelates i enkelt tilfeller. Veldig høye konsentrasjoner av lipider i positive prøver kan influere på den målte konsentrasjonen av antistoff. Høye konsentrasjoner av hemoglobin eller bilirubin influerer ikke på testresultatene. En lavere antistoff konsentrasjon kan forventes i citrat plasma sammenlignet med serum grunnet ytteligere fortynning. 7. EGENSKAPER Ved diagnostisk evaluering ble følgene resultater oppnådd. 7.A. SENSITIVITET OG SPESIFISITET 519 prøver ble sammenlignet med en etablert referanse metode. 423 prøver var fra blodgivere, 43 prøver fra barn og 53 fra 17 gravide kvinner med symptomer på CMV infeksjon (12 oppfølgninger). Resultaten er vist i tabellen under: Referanse metode negative usikre positive CMVIgG negative ELISA PKS usikre medac positive Spesifisitet = 97,1 % Sensitivitet = 100 % Negativ prediktiv verdi : 100 % Positiv prediktiv verdi : 97,1 % Overensstemmelse : 97,3 % 7.B. PRESISJON Prøve Intraassay variasjon Prøve Interassay variasjon AU gj.sn SD CV (%) n AU gj.sn SD CV (%) n PK 1,42 0,13 9,1 21 PC 1,20 0,06 5,0 11 N 1 0,86 0,07 8,1 21 N 4 2,67 0,09 3,4 11 N 2 5,86 0,54 9,2 21 N 5 4,24 0,38 9,0 11 N 3 11,81 0,94 8,0 21 N 6 10,45 0,73 7,0 11 PC = positiv kontroll; N 4 = CSF 1:4 115QPKSVPN/

12 8. UNDERSØKELØSE I CSF Påvisning av CMVspesifikt antistoff syntese i det sentrale nervesystemet (CNS) ved diagnostisk undersøkelse av cerebrospinal væske er en essensiell del i differensial diagnose av infeksjoner som involverer CNS. Til forskjell fra sopp og bakterier er det mange virus som kan være årsak til infeksjoner der CNS er involvert. Identifikasjonen av CMVspesifikt intrathecal antistoff syntese skjer ved beregning av antistoff indeks (AI) ifølge Reiber (Reiber 1987, 1999). For å kalkulere A1 må følgende forutsetning være tilstede: Estimering av albumin kvotient (Q alb ) for å fastsette funksjonen av blodhjernebarriæren og for å kalkulere Limes verdien hos pasienter med forhøyet IgG kvotienter (Q tot > Q lim ) Estimering av den totale IgG kvotient (Q tot ) 8.1. PRØVER Testen er egnet for serumcsf parede prøver Forbehandling av sera og CSF prøver, f. eks, inaktivering er ikke nødvendig. Men må ikke være kontaminert av mikroorganismer eller inneholde røde blodlegemer Serum I tillegg til 1:200 fortynning for bestemmelse av serostatus, skal seraene fortynnes 1:800 med prøve fortynning. For å kalkulere AI, må det velges en fortynning slik at AU verdiene blir positive og ligger innenfor måleområdet (se 6.A. and 8.2.). Hvis AU verdien for begge fortynningene er innen området 0,65 15 AU, skal AU verdien til 1:800 fortynningen velges for å kalkulere AI. Hvis ASU verdien for begge fortynningene er over 15 AU, må prøvene fortynnes ytterligere Cerebrospinal væske CSF prøver skal fortynnes til en standard fortynning 1:4 med prøve fortynning. Hvis den målte antistoff konsentrasjonen er utenfor måleområdet (0,45 15 AU), må prøven ytterligere fortynnes, eller retestes i en lavere fortynning (max. 1:2). Serum og cerebrospinal væske må alltid testes Ii duplikat i samme kjøring (det samme gjelder ved gjentatt testing)! 8.2. TEST PROSEDYRE Andre test oppsett for CMVIgG bestemmelser i serumcsf par gjøres som beskrevet i 5.A. 115QPKSVPN/

13 8.3. BESTEMMELSE AV TOTAL IgG OG ALBUMIN KONSENTRASJONER I tillegg til CMVspesifikk IgG bestemmelse i hvert prøve par må den totale IgG konsentrasjonen og albumin konsentrasjonen i serum og CSF bestemmes KALKULERING AV RESULTATER/VALIDERING Validering Validerings kriteriene som er spesifisert i 6.A. brukes. Gjenta kjøringen hvis resultatene ikke møter spesifikasjonene. I tillegg, de følgende punkter gjelder for CSF undersøkelser: Bare positive serum prøver (antistoff innhold > 0.65 AU) kan brukes for beregning av AI. Sera med antistoff innhold < 0,45 AU ved fortynning 1 : 200 er å anse som seronegative. I slike tilfelle kan antistoff indeks ikke bestemmes. AI kan ikke kalkuleres i seronegative og grå sone prøver. I ekstreme sjeldne tilfeller kan det hos seronegative pasienter bli påvist intrathecal antistoff grunnet CMVassosiert encephalopathies. Måleområdet er fra 0,45 15 AU. CSF prøver fra pasienter med positiv serostatus som ved 1 : 4 fortynning er under måle området må retestes i en lavere fortynning (maximum 1 : 2). Evaluering For beregning av AU verdier se 6.A. Kalkulasjon av pathogenspesifikk IgG kvotient (Q spec ) AU CSF x fortynning CSF Q spec = AU serum x fortynning serum Beregning av antistoff indeks Den pathogenspesifikke indeks beregnes fra formelen: 1. AI = Q spec /Q tot (for Q tot < Q lim ) 2. AI = Q spec /Q lim (for Q tot > Q lim ) Q = 0,93 Q ,7 10 lim 8.5. TOLKNING AV RESULTATER alb 3 AI verdier 0,6 1,3 er å anse som innen normal området. AI verdier > 1,3 and 1,5 er å anse som grense tillfelle. 115QPKSVPN/

14 Det unormale området er definert som AI > 1,5. Ved AI verdier < 0,6 mistenkes analytiske feil og kan ikke tolkes. De CSF diagnostiske kriteriene for en akutt sykdom i CNS er forøket celle antall og forøket albumin kvotient. Dette reflekterer en hindring/blokkering av CSF gjennomstrømningen grunnet inflamatoriske tilstander. Forhøyet antistoff indeks er et ikke pålitelig bevis på en akutt fase av en CNS infeksjonssykdom fordi antistoff, også intrathecally, kan vedvare i lange perioder, og fordi polyspesifikt CNSintrinsic antistoff syntese kan skje. Ved noen tilfelle kan et godt råd være å se etter signifikante endringer i AI verdien ved å teste en annet paret serumcsf prøve. For å gjøre dette er det nødvendig å ta prøver igjen etter en tid avhengig av de kliniske omstendighetene. GENERELLE RÅD For å unngå kryss kontaminasjon, ikke bland amuller og tilhørende skrukorker. Reagensene må forsegles umiddelbart etter bruk for å unngå fordampning og mikrobiell kontaminasjon. Etter bruk, må reagensene oppbevares i henhold til angitt for å kunne garantere holbarheten. Etter bruk må alle komponenter i kitet oppbevares i deres originale forpakning for å unngå blanding med andre kit eller lot nr. (se også 3.). HELSE OG SIKKERHETS INFORMASJON De lokale helsemyndigheters reguleringer må følges. KASSERING Reagenser av human opprinnelse er testet negativt på HBsAg og på antistoff mot HIV1/2 og HCV. Men det anbefales på det sterkeste at dette materialet så vel som det som er av animalsk opprinnelse (se kit innhold) behandles som potensielt smittefarlig. Rester av kjemikalier og reagenser er å anse som risikoavfall. Kassering skal skje i henhold til lokale eller nasjonale regler. Ta kontakt med lokal myndighet som vil gi råd om hvordan risikoavfall skal håndteres. Dato utgave: QPKSVPN/

15 REFERANSER Doerr, H. W., Holtz, T., Frauenhofer, M. und Braun, R.: Immunologische Diagnostik der Zytomegalievirus (CMV)Infektion. Lab. med. 9, 2835 (1985). Flik, J.: A comparison of 2 quantitative ELISAs used to detect IgG antibodies against HCMV in transplant recipients. Poster presented at the 5th CMVCongress in Stockholm (1995). Hengster, P. and Dierich, M. P.: Cytomegalovirus serology: Comparison of different ELISAs with complement fixation and indirect immunofluorescence for detection of antibodies. Lab. med. 12, (1988). Höher, P. G. und Werner, J.: VirusSerologische Untersuchungen zur CytomegalovirusDurchseuchung bei Blutspendern der Wuppertaler Blutbank. Lab. med. 8, (1984). Krech, T., Wegmann, T. und Stanisic, M.M.: Granulöse Zytomegalie Hepatitis. Schweiz. med. Wochenschr. 114, (1984). Luthardt, T.: Transfusionsbedingte Zytomegalievirusinfektionen, Steinkopff Verlag, Darmstadt (1985). Pass, R. F. et al.: Outcome of Symptomatic Congenital Cytomegalovirus Infection: Results of Longterm Longitudinal Follow up. Pediatrics 66, No. 5, (1980). Peterson, P. K. et al.: Cytomegalovirus Disease in Renal Allograft Recipients: A Prospective Study of Clinical Features, Risk Factors and Impact on Renal Transplantation. Medicine 59, No. 4, (1980). Plotkin, S. A.: Immunology of Cytomegalovirus, Comprehensive Immunology, Immunology of Human Infection. Plenum Publishing Corporation, 233 Spring Street, New York 89, 108 (1982). Reynolds, D. W., Stagno, S. and Alford, C. A. in: Laboratory Diagnosis of Cytomegalo Infections. Editors: Lennette, E. H. and Schmidt, N. J., American Public Health Association, 5th ed., Chapter 13, (1979). Sachers, M., Emmerich, P., Mohr, H. and Schmitz, H.: Simple Detection of Antibodies to different Viruses using Rheumatoid Factor and Enzyme Labelled Antigen (ELA). J. Virol. Methods 10, (1985). Schmitz, H., von Deimling, U. and Flehmig, B.: Detection of IgM Antibodies to Cytomegalovirus (CMV) Using an Enzyme Labelled Antigen (ELA). J. Gen. Virol. 50, 5968 (1980). 115QPKSVPN/