PLATELIA CMV IgM TESTER

PLATELIA CMV IgM 72811 96 TESTER KVALITATIV BESTEMMELSE AV IgM-ANTISTOFFER MOT CYTOMEGALOVIRUS I HUMANT SERUM ELLER PLASMA AV ENZYMIMMUNANALYSE 1. TILTENKT BRUK Platelia CMV IgM er en immunanalyse som bruker immunofangende format for kvalitativ bestemmelse av IgM-antistoffer mot cytomegalovirus i humant serum eller plasma. 2. KLINISK VERDI Det humane cytomegaloviruset (CMV) er et ubikvitært virus som finnes i alle geografiske områder og sosioøkonomiske grupper. CMV tilhører herpesvirusfamilien, og smitter gjennom biologiske væsker ved nær mellommenneskelig kontakt (urin, spytt, morsmelk, blod, tårer, sperm og vaginal sekresjon). Etter en infeksjon kan CMV forbli latent i flere år i kroppen til smittede pasienter, og kan så reaktiveres og forårsake gjentatte infeksjoner med mulig spredning til andre individer. Primærinfeksjon skjer ved forskjellige former for smitte, og ved forskjellige perioder i livet (medfødte infeksjoner, postnatale infeksjoner). Etter latensfasen kan den sekundære infeksjonen skje enten gjennom reinfeksjon ved et eksogent virus eller ved reaktivering av det latente viruset. 50 til 85 % av befolkningen blir infisert før de blir voksne, men de fleste infeksjoner forblir asymptomatiske, og bare 2 % av pasientene viser atypiske symptomer som feber, asteni, muskeleller leddsmerter. Men CMV-infeksjonen kan være alvorlig når den rammer gravide kvinner, nyfødte eller personer med svekket immunforsvar. 1 til 3 % av gravide kvinner blir infisert med CMV, og overføring til fosteret gjennom morkakediffusjon blir observert i 40 til 50 % av pasientene. 95 % av fosterinfeksjonene er ikke symptomatiske, men i 5 % av tilfellene er komplikasjonene svært alvorlige: hepatomsplenomegali, mikrocefali, hydrocefalus, prematuritet, psykomotorisk retardasjon og fosterdød. I 10 % av asymptomatiske infeksjoner vil nyfødte få forsinkede komplikasjoner som delvis eller fullstendig døvhet eller blindhet. Hos pasienter med svekket immunforsvar (AIDS, mottakere av organtransplantasjoner, lymfoproliferative sykdommer eller kreft) er alvorlige komplikasjoner relatert til en disseminert og/eller visceral infeksjon som splenomegali, chrorioretinitt, hepatitt, lungebetennelse, myokarditt og encefalitt. Infeksjonen kan være dødelig i disse pasientene. Noen uker etter CMV-infeksjonen fører immunresponsen til at det oppstår spesifikke IgM-antistoffer, fulgt noen dager senere av spesifikke IgG-antistoffer. Den serologiske diagnosen til CMV-infeksjonen blir vist av en serokonversjon eller en vesentlig økning med titervæske av IgG. Oppdagelse av spesifikke anti-cmv IgM-antistoffer er nyttig for å bekrefte diagnosen av primær og medfødt CMVinfeksjon. 3. PRINSIPP Platelia CMV IgM er en kvalitativ test for oppdagelse av IgM-antistoffer mot cytomegalovirus i humant serum eller plasma av enzymimmunanalyse med oppfanging av IgM i fast form. Anti-humane µ-kjeder er dekket i fast form (brønner i mikroplaten). En blanding av CMV-antigen og monoklonal anti-cmv-antigen-antistoff merket med peroksydase blir brukt som konjugat. Testen omfatter følgende trinn: 1

Trinn 1 Pasientprøver, kalibratorer og kontrollprøver blir fortynnet 1/21 og så fordelt i brønnene til mikroplaten. Under denne inkubasjonen på én time ve 37 ºC binder IgM-antistoffene i prøven seg til anti-µantistoffer som dekker mikroplatebrønnene. Etter inkubasjonen blir IgG og andre serumproteiner fjernet ved vasking. Trinn 2 Konjugatet (blanding av CMV-antigen og anti-cmv-monoklonalt antistoff merket med peroksydase) blir lagt til mikroplatebrønnene. Under denne inkubasjonen på én time ved 37 C binder konjugatet seg til de spesifikke IgM-anti-CMV-antistoffene som til slutt ble oppfanget på mikroplaten. Det ubundne konjugatet blir fjernet ved skylling på slutten av inkubasjonen. Trinn 3 Tilstedeværelsen av immunkomplekser (anti-humane µ-kjeder / IgM anti-cmv / CMV-antigen / anti- CMV monoklonalt antistoff merket med peroksydase) blir vist ved å legge til en enzymatisk utviklingsløsning i hver brønn. Trinn 4 Etter inkubasjonen ved romtemperatur (+18 30 C) blir den enzymatiske reaksjonen stoppet ved å legge til 1N svovelsyreløsning. Den optiske tetthetsavlesningen i et spektrofotometer stilt til 450/620 nm er proporsjonal med mengden IgM-antistoffer mot CMV i prøven. 4. PRODUKTINFORMASJON Reagensmengden skal rekke til 96 tester. Alle reagenser er kun for in vitro diagnostisk bruk. Merke Reagenstype Presentasjon R1 Mikroplate Mikroplate (klar til å brukes) 12 striper med 8 ødeleggbare brønner dekket med anti-humane µ-kjeder R2 Konsentrert vaskeløsning (20x) Konsentrert vaskeløsning (20x) TRIS-NaCl-buffer (ph 7,4), 2 % Tween 20 Konserveringsmiddel <1,5 % ProClin 300 R3 Negativ kontroll Negativ kontroll Negativt humant serum for IgM-antistoffer mot CMV og negativt for HBs antigen, anti-hiv1, anti-hiv2 og anti-hcv R4 Kalibrator Kalibrator Humant serum reaktivt for IgM-antistoffer mot CMV og negativt for HBs antigen, anti-hiv1, anti-hiv2 og anti-hcv R5 Positiv kontroll Positiv kontroll Humant serum reaktivt for IgM-antistoffer mot CMV og negativt for HBs antigen, anti-hiv1, anti-hiv2 og anti-hcv R6a Antigen CMV-antigen Lyofilisert CMV-antigen 1 mikroplate 1 x 70 ml 1 x 0,75 ml 1 x 0,75 ml 1 x 0,75 ml 6 x qs 4,5 ml 2

Merke Reagenstype Presentasjon R6b R7 Konjugat (101x) Fortynningsmidde l Konjugat (101 x) Murint monoklonalt antistoff anti-cmv merket med peroksydase Fortynningsmiddel for prøver og konjugat (klar til å brukes) Tris-NaCl-buffer, serum fra kalvefoster, geiteserum, muse-igg, rød fenol 1 x 0,4 ml 1 x 80 ml R9 Kromogen TMB Mikroplate (klar til å brukes) 3,3 5,5 tetrametylbenzidin (<0,1 %), H 2 O 2 (<1 %) 1 x 28 ml R10 Stoppeløsning Mikroplate (klar til å brukes) 1N svovelsyreløsning Platetetninger 1 x 28 ml 4 For lagringsforhold og utløpsdato, vennligst se tekst på boksen. 5. ADVARSLER OG FORHOLDSREGLER Påliteligheten av resultatene avhenger av korrekt gjennomføring av følgende laboratoriepraksiser: Ikke bruk reagenser som er utgått på dato. Ikke bland eller forbind reagenser fra forskjellige batcher innenfor en gitt prosess. BEMERKNINGER: For vaskeløsning (R2, merkeidentifikasjon: 20x farget grønn), kromogen (R9, merkeidentifikasjon: TMB farget turkis) og stoppeløsning (R10, merke, merkeidentifikasjon: 1N farget rød), det er mulig å bruke andre batcher enn de som er i utstyrssettet, forutsatt at disse reagensene er ekvivalente og samme batch blir brukt i en gitt testprosess. BEMERKNINGER: I tillegg kan vaskeløsningen (R2, merkeidentifikasjon: 20x farget grønn) blandes med de 2 andre vaskeløsningene inkludert i forskjellige Bio-Rad reagenssett (R2, merkeidentifikasjoner: 10x farget blå eller 10x farget oransje) når rekonstituert, forutsatt at bare én blanding blir brukt innenfor en gitt testprosess. Vent i 30 minutter for å la reagensene nå romtemperatur (+18 30 C) før bruk. Rekonstituer eller tynn forsiktig ut reagensene for å unngå kontaminering. Ikke utfør testen i nærheten av reaktiv damp (syre, alkalin, aldehyddamper) eller støv som kan endre enzymaktiviteten i konjugatet. Bruk glass som er grundig vasket og skylt med deionisert vann eller fortrinnsvis deponerbart materiale. Å vaske mikroplaten er et kritisk trinn i prosedyren. Følg det anbefalte antallet vaskesykluser og sikre at alle brønner er helt fylt og deretter fullstendig tømt. Feil vasking kan føre til unøyaktige resultater. Ikke la mikroplaten tørke mellom slutten av vaskingen og reagensdistribusjon. Bruk aldri samme beholder for å fordele konjugatet og utviklingsløsningen. Enzymreaksjonen er veldig sensitiv for metaller eller metallioner. Følgelig må du ikke la metall komme i kontakt med de forskjellige løsningene som inneholder konjugatet eller kromogenet. Kromogenløsning (R9) skal være fargeløs. Tilsynekomsten av fargen blå indikerer at reagensen ikke kan brukes og må erstattes. Bruk en ny pipettspiss for hver prøve. Sjekk at pipettene og annet utstyr er nøyaktige og fungerer korrekt. 3

Helse- og sikkerhetsinstruksjoner Materiale fra mennesker som blir brukt til å preparere reagenser, har blir testet og funnet ikke-reaktivt for hepatitt B overflateantigen (HBs Ag), antistoffer for hepatitt C-virus (anti-hcv) og for humant immunsviktvirus (anti-hiv1 og anti-hiv2). Fordi ingen metode absolutt kan garantere fraværet av infeksjonsbærende midler, må reagenser med human opprinnelse og pasientprøver behandles som om de kan overføre smittsomme sykdommer: Ethvert materiale, inkludert vaskeløsninger, som kommer i direkte kontakt med prøver og reagenser som inneholder materiale av human opprinnelse, bør betraktes som i stand til å overføre smittsomme sykdommer. Bruk deponerbare hansker når du behandler prøver og reagenser. Ikke bruk munnen som pipette. Unngå å søle prøver eller løsninger som inneholder prøver. Sølt materiale må vaskes vekk med blekemiddel fortynnet til 10 %. Hvis det søles syre, må den først nøytraliseres med natriumbikarbonat og deretter må det rengjøres med et blekemiddel fortynnet til 10 % og tørkes opp med adsorberende papir. Materialet som blir brukt til rengjøringen, må kastes i en beholder for spesialavfall. Pasientprøver, reagenser som inneholder materiale fra mennesker, samt kontaminert materiale og produkter skal bare kastes etter dekontaminering: - enten ved å legge det i blekemiddel på den endelige konsentrasjonen på 5 % natriumhypoklorid i 30 minutter, - eller ved å autoklavere på 121 C i minst 2 timer. FORSIKTIG: Ikke før løsninger som inneholder natriumhypoklorid, inn i autoklaven Unngå enhver kontakt med reagenser, inkludert de som ikke blir betraktet som farlige, med hud og slimhinner. Kjemiske og biologiske rester må håndteres og deponeres i henhold til regler for god laboratoriepraksis. Alle reagenser i utstyrssettet er kun for in vitro diagnostisk bruk. Xi-irriterende stoff Forsiktig: Noen reagenser inneholder ProClin 300 < 1,5 % R43: Kan forårsake sensibilisering ved hudkontakt S28-37: Ved hudkontakt vaske umiddelbart med rikelige mengder vann og såpe. Bruk egnede hansker 6. PRØVER 1. Serum og plasma (EDTA, heparin og sitrat) er de anbefalte prøvetypene. 2. Følg følgende anbefalinger for håndtering, bearbeiding og lagring av blodprøver: Samle alle blodprøver mens du følger rutinemessige forholdsregler for venepunktur. For serum må du la prøvene levre seg helt før sentrifugering. Hold rørene godt lukket hele tiden. Etter sentrifugering separerer du serumet eller plasmaen fra det levrede blodet eller de røde cellene i et tett lukket lagringsrør. Prøvene kan lagres på +2 8 C hvis testen blir utført innen 7 dager. Hvis testen ikke blir fullført innen 7 dager, eller ved forsendelse, må prøvenefryses ved -20 C eller kaldere. Ikke bruk prøvene som har blir tint opp mer enn fem ganger. Tidligere frosne prøver skal blandes grundig (vortex) etter opptining før testing. 3. Prøver som inneholder 90 g/l albumin eller 100 mg/l ukonjugert bilirubin, lipemiske prøver som inneholder tilsvarende 36 g/l av triolein (triglyserid), og hemoglyserte tester som inneholder opp til 10 g/l med hemoglobin, påvirker ikke resultatene. 4. Ikke varm opp prøvene. 4

7. ANALYSEPROSEDYRE 7.1 Påkrevde materialer som ikke følger med Vortexmikser. Mikroplateavleser utstyrt med 450 nm og 620 nm-filtre (*). Mikroplateinkubator termostatisk innstilt på 37±1 C (*). Automatisk, semiautomatisk eller manuell mikroplatevasker (*). Sterilt destillert eller deionisert vann. Deponerbare hansker. Vernebriller. Adsorberende papir. Automatiske eller semiautomatiske, justerbare eller forhåndsinnstilte pipetter eller multipipetter for å måle og fordele 10 µl til 1000 µl og 1ml, 2 ml og 10 ml. Graderte sylindere på 25 ml, 50 ml, 100 ml og 1000 ml kapasitet. Natriumhypoklorid (blekemiddel) og natriumbikarbonat. Beholder for farlig biologisk avfall. Deponerbare rør. (*) Konsulter vår tekniske avdeling for detaljert informasjon om anbefalt utstyr. 7.2 Rekonstitusjon av reagensene R1: La stå i 30 minutter i romtemperatur (+18 30 C) før du åpner posen. Ta ut brettet, legg umiddelbart ubrukte striper tilbake i posen, og sjekk som det er tørkemidler der. Tett forsiktig posen på nytt, og lagre den på +2 8 C. R2: Fortynn vaskeløsningen R2 til 1/20 i destillert vann: for eksempel 50 ml R2 og 950 ml destillert vann for å få en vaskeløsning som er klar til å brukes. Preparer 350 ml fortynnet vaskeløsning for en plate på 12 striper hvis du vasker manuelt. R3, R4, R5: Fortynn 1/21 i fortynningsmiddel (R7) (eksempel: 300 µl på R7 + 15 µl av kalibrator eller kontrollprøve). R6a CMV-antigen blir lyofilisert. For å bruke 2 striper må du du rekonstituere en flaske med lyofilisert antigen ved å legge til 4,5 ml fortynningsmiddel. Bland grundig. Når den er fortynnet, må antigenløsningen (R6a+R7) være helt klar. R6 (R6a+R6b) konjugatarbeidsløsning: Legg til 45 µl konjugat (R6b) til hver flaske rekonstituert CMV-antigen (R6a+R7). Bland grundig. Konjugatarbeidsløsningen må brukes umiddelbart etter rekonstitusjonen. 7.3 Lagring og validitet til åpnede og eller rekonstituerte reagenser Utstyrssettet må lagres på +2-8 C. Når utstyrssettet lagres ved +2 8 C før det åpnes, kan hver komponent brukes til utløpsdatoen som står på det utvendige merket på utstyrssettet. R1: Etter at de har blitt åpnet, forblir stripene stabile i opptil 8 uker hvis de blir lagret på +2 8 C i den opprinnelige posen, tett lukket (sjekk om det er tørkemidler der). R2: Etter at den er fortynnet, kan vaskeløsningen oppbevares i 2 uker på +2 30 C. Etter at den er åpnet, er den konsentrerte vaskeløsningen lagret på +2 30 C, stabil til utløpsdatoen som står på merket, forutsatt at den ikke er kontaminert R3, R4, R5, R6b, R7: Etter at de er åpnet, og forutsatt at de ikke er kontaminert, er reagensene lagret på +2 8 C stabile i opptil 8 uker. R6 (R6a+R6b): Etter at den er rekonstituert, må konjugatarbeidsløsningen brukes umiddelbart. R9: Etter at den er åpnet, og forutsatt at den ikke er kontaminert, er reagensen lagret på +2 8 C stabil i opptil 8 uker. R10: Etter at den er åpnet, og forutsatt at den ikke er kontaminert, er reagensen lagret på +2 8 ºC stabil inntil utløpsdatoen som står på merket. 5

7.4 Prosedyre Følg nøye analyseprosedyren og regler for god laboratoriepraksis. La reagenser nå romtemperatur (+18 30 ºC) før bruk. Bruken av ødeleggbare brønner krever spesiell oppmerksomhet under håndtering. Bruk kalibratorer og kontroller ved hver prosess for å bekrefte analyseresultatene. 1. Fastlegg nøye distribueringen og identifiseringsplanen for kalibratorer, kontrollprøver og pasientprøver. 2. Preparer den fortynnede vaskeløsningen (R2) [Se seksjon 7.2]. 3. Ta brettet og stripene (R1) ut av den beskyttende posen [Se seksjon 7.2]. 4. I individuelt identifiserte rør fortynner du kalibratorene og kontrollene (R3, R4, R5) og pasientprøvene (S1, S2 ) i fortynningsmiddel (R7) for å gi en løsning på 1/21: 300 µl fortynningsmiddel (R7) og 15 µl prøve. Vortex-fortynnede prøver. 5. Følg nøye den anviste sekvensen nedenfor,, og distribuer i hver brønn med 200 µl fortynnede kalibratorer, kontrollprøver og pasientprøver: 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 A R3 S5 S13 B R4 S6 C R4 S7 D R5 S8 E S1 S9 F S2 S10 G S3 S11 H S4 S12 6. Dekk mikroplaten med en klebende platetetning, trykk den deretter hardt på platen for å sikre en god tetning. Inkuber mikroplaten umiddelbart i et termostatkontrollert vannbad eller i en tørr inkubator i 1 time ± 5 minutter ved 37 C ± 1 C. 7. Preparer konjugatarbeidsløsningen R6 [Se kapittel 7.2]. 8. På slutten av den første inkubasjonsperioden fjerner du den klebende platetetningen. Aspirer innholdet i alle brønnene til en beholder for farlig biologisk materiale (inneholder natriumhypoklorid). Vask mikroplaten 4 ganger med 350 µl av vaskeløsningen (R2). Vend mikroplaten, og slå forsiktig på det adsorberende papiret for å fjerne gjenværende væske. 9. Distribuer umiddelbart 200 µl av konjugatets arbeidsløsning (R6) i alle brønner. Løsningen må ristes forsiktig før bruk. 10. Dekk mikroplaten med en klebende platetetning, trykk den deretter hardt på platen for å sikre en god tetning. Inkuber mikroplaten umiddelbart i et termostatkontrollert vannbad eller i en tørr inkubator i 1 time ± 5 minutter på 37 C ± 1 C. 11. På slutten av den andre inkubasjonsperioden fjerner du den klebende platetetningen. Aspirer innholdet i alle brønnene til en beholderer for farlig biologisk materiale (inneholder natriumhypoklorid). Vask mikroplaten 4 ganger med 350 µl av vaskeløsningen (R2). Vend mikroplaten, og slå forsiktig på det adsorberende papiret for å fjerne gjenværende væske. 12. Fordel raskt 200 µl kromogenløsning (R9) i hver brønn, vekk fra lyset. La reaksjonen utvikle seg i mørket i 30 ± 5 minutter på romtemperatur (+18 30 C). Ikke bruk klebende platetetning i denne inkubasjonen. 13. Stopp enzymreaksjonen ved å legge til 100 µl stoppeløsning (R10) i hver brønn. Bruk samme sekvens og distribusjonsrate som for utviklingsløsningen. 14. Tørk forsiktig av platebunnen. Les av den optiske tettheten på 450/620 nm ved hjelp av en plateavleser innen 30 minutter etter at du stopper reaksjonen. Stripene må alltid holdes vekk fra lyset før avlesningen. 15. Før du rapporterer resultatene, må du sjekke om det er samsvar mellom avlesningen og distribusjonsplanen til platen og prøvene. 6

8 FORTOLKNING AV RESULTATER 8.1 Beregning av avskjæringsverdien (CO) Avskjæringsverdien (CO) korresponderer til gjennomsnittsverdien av de optiske tettheten (OD) av avskjæringskontrollduplikatene (R4): CO = gjennomsnitt av OD R4 8.2 Beregning av prøveraten Testresultat blir uttrykt ved rate ved hjelp av følgende formel: 8.3 Kvalitetskontroll Prøverate = prøve OD/CO Inkluder kalibratoren og kontrollene for hver mikroplate og for hver prosess, og analyser de oppnådde resultatene. For bekreftelse av analysen må følgende kriterier møtes: Optiske tetthetsverdier: - CO > 0,200-0,80 x CO < OD R4 Repl. 1 < 1,20 x CO - 0,80 x CO < OD R4 Repl. 2 < 1,20 x CO (Individuell OD for hver kopi av avskjæringskontrollen (R4) må ikke avvike med mer enn 20 % av CO-verdien). Optiske tetthetsrater: - Rate R3 (OD R3 / CO) < 0,50 - Rate R5 (OD R5 / CO) > 1,60 Om disse kvalitetskontrollkriteriene ikke etterkommes, må testens forløp gjentas. 8.4 Fortolkning av resultatene Prøverate Resultat Fortolkning Rate < 0,90 Negativt Prøven blir betraktet som ikke-reaktiv for tilstedeværelsen av IgM-antistoffer mot CMV. 0,90 rate < 1,10 Uvisst Prøven blir betraktet som uviss for tilstedeværelsen av IgM-antistoffer mot CMV. Resultatet må bekreftes av en annen test utført på en annen prøve tatt minst 3 uker etter den første analysen. Rate < 1,10 Positivt Prøven blir betraktet som reaktiv for tilstedeværelsen av IgM-antistoffer mot CMV. Hvis det er mistanke om en nylig infeksjon, kan andre serologiske tester som å måle IgG-antistoffenes reaksjonsvillighet være nyttig for å bekrefte diagnosen. 7

8.5 Feilsøkingsguide Ikke godkjente reaksjoner eller reaksjoner som ikke kan gjentas, blir ofte forårsaket av: Utilstrekkelig mikroplatevasking Kontaminering av negative prøver av serum eller plasma med mye antistofftitreringsvæske. Kontaminering av utviklingsløsningen av kjemiske oksideringsmidler (blekmidler, metallioner ). Kontaminering av stoppløsningen. 9 YTELSE Ytelsen til Platelia CMV IgM ble evaluert på 2 steder ved hjelp av totalt 824 prøver fra gravide kvinner og bloddonorer. 9.1 Alminnelig forekomst Alminnelig forekomst av anti-cmv IgM-antistoffer ved hjelp av Platelia CMV IgM ble anslått på et panel av 300 prøver fra gravide kvinner fra Paris-området (Frankrike). 5 prøver var positive for anti- CMV IgM-antistoffer. Alminnelig forekomst målt med Platelia CMV IgM-analyse er fastslått til 1,7% (5/300). 9.2 Spesifikkhet Relativ spesifikkhet ble anslått ved hjelp av et panel på 740 prøver fra 2 steder i Frankrike, med følgende fordeling: 252 sera fra bloddonorer 488 sera fra gravide kvinner Resultater ble sammenlignet med dem som ble oppnådd ved hjelp av to kommersialiserte EIAanalyser som ble betraktet som referanser. Testet befolkning / sted Sted 1 Sted 2 Gravide kvinner Antall sera Negativt Uvisst Positivt Spesifikkhet 205 203 1 1 Bloddonorer 252 249 2 1 Gravide kvinner 283 282 0 1 Totalt 740 734 3 3 Usikre prøver ble betraktet som positive for beregning av spesifikkhet [IC 95%] = 95 % sikkerhetsintervall 9.3 Sensitivitet 99.0% [96.5 99.9] (203/205) 98.8% [96.6 99.7] (249/252) 99.7% [98.1 100.0] (282/283) 99.2% [98.2 99.7] (734/740) Relativ sensitivitet ble anslått ved hjelp av et panel på 113 prøver fra 2 steder i Frankrike, med følgende fordeling: 35 prøver fra 16 individuelle pasienter viser en bevegelse av CMV-primoinfeksjon (sted 2) 49 prøver fra 3 kommersialiserte serokonversjonpaneler (sted 1) 29 enkeltprøver var positive for anti-cmv IgM-antistoffer (sted 1) Resultater ble sammenlignet med dem som ble oppnådd ved hjelp av to kommersialiserte EIAanalyser som ble betraktet som referanser. 8

Blant de 35 prøvene fra CMV-primoinfeksjoner, ble IgM-antistoffer oppdaget i 29 prøver ved hjelp av deforskjellige metodene. Alle disse 29 prøvene hadde anti-cmv-igg-antistoffer med lav reaksjonsevne. 2 prøver ble funnet positive for anti-cmv IgM-antistoffer i referansetesten, men ikke i Platelia CMV IgM-analysen. De 2 prøvene hadde anti-cmv IgG-antistoffer med en mellomliggende reaksjonsevne og korresponderte med prøver tatt like etter begynnelsen av infeksjonen. Resultater oppnådd for de 3 serokonversjonpanelene var som følger: For ett panel ble det i Platelia CMV IgM-analysen oppdaget anti-cmv IgM-antistoffer 10 dager før referansetesten. For ett panel var oppdagelsen av anti-cmv IgM-antistoffene samtidig (usikkert i referansetest og positivt i Platelia CMV IgM) For ett panel ble det i Platelia CMV IgM-analysen oppdaget anti-cmv IgM-antistoffer 3 dager etter referansetesten (usikkert i referansetesten og negativt i Platelia CMV IgM). Til slutt ble 28 av 29 enkeltprøver bekreftet positive med Platelia CMV IgM-analysen, og den gjenværende prøven ble funnet usikker. 9.4 Kryssreaktivitet Et panel på 156 prøver inkludert 115 positive prøver for toksoplasmose, rubella, EBV, HSV, VZV, kusma, meslinger og HIV og 41 positive prøver for reumatoid faktor, autoantistoffer og heterofile antistoffer ble testet med Platelia CMV IgM og en kommersialisert EIA-analyse for screening av anti- CMV IgM-antistoffer. Blant disse prøvene ble bare 2 funnet positive med Platelia CMV IgM: 1 serum positivt for antirubella IgG og negativt med referansetesten. 1 serum med revmatoid faktor og samsvar med referansetesten. 9.5 Presisjon Presisjon i prosess (gjentakbarhet): For å vurdere gjentakbarhet innenfor analyse ble én negativ og tre positive prøver testet 30 ganger i samme prosess. Raten (prøve OD/CO) ble bestemt for hver prøve. Gjennomsnittlig rate, standardavvik (SD) og variasjonskoeffisient (% CV) for hver av de fire eksemplarene er oppgitt i tabellen nedenfor: Presisjon i prosess (gjentakbarhet): N=30 Negativ prøve Lav positiv prøve Positiv prøve Høy positiv prøve Rate (prøve OD / avskjæringsverdi) Gjennomsnittlig 0,11 1,13 1,90 3,75 SD 0,01 0,07 0,09 0,09 % CV 11,4 % 6,2 % 4,8 % 2,3 % Presisjon mellom prosesser (reproduserbarhet): For å evaluere reproduserbarheten mellom analyser ble de fire prøvene (én negativ og tre postitve) testet i duplikat i to prosesser per dag i en 20-dagers periode. Raten (prøve OD / CO) ble bestemt for hver prøve. Gjennomsnittlig rate, standardavvik (SD) og variasjonskoeffisient (% CV) for hver av de fire eksemplarene er oppgitt i tabellen nedenfor: 9

Presisjon mellom prosesser (reproduserbarhet): N=80N=80 Negativ prøve Lav positiv prøve Positiv prøve Høy positiv prøve Rate (prøve OD / avskjæringsverdi) Gjennomsnittlig 0,18 1,06 1,76 3,28 SD 0,041 0,11 0,18 0,30 % CV 22,5 % 9,9 % 10,3 % 9,1 % 10 BEGRENSNINGER I PROSEDYREN Diagnose av CMV-infeksjon kan bare fastslås på basis av en kombinasjon av kliniske og biologiske data. Resultatet av en enkelt titreringstest av anti-cmv IgM-antistoffer utgjør ikke tilstrekkelig bevis for diagnose av en nylig infeksjon av cytomegalovirus. Diagnose for en nylig infeksjon kan bare stilles med komplett pasientinformasjon inkludert kliniske og biologiske data (vesentlig økning av anti-cmv IgG-antistoffer for 2-pasientsera målt med 3 ukers mellomrom og testet i samme prosess, tilstedeværelse av anti-cmv IgM på et vesentlig nivå, demonstrasjon av lav IgG-reaksjonsevne). Tilstedeværelse av anti-cmv IgM-antistoffer utgjør ikke noe tilstrekkelig bevis på en nylig infeksjon fordi IgM kan fortsette i flere måneder eller i flere år etter infeksjonen. Når IgM oppdages, skal en kvantitativ fastsettelse av anti-cmv IgG-antistoffer utføres, samt en oppfølging av utviklingen av anti-cmv-antistoffer for minst ett serum til, målt tre uker senere. Hvis en prøve blir testet for tidlig under en nylig primoinfeksjon, kan det hende at anti-cmv IgM-antistoffer ennå ikke er til stede. Hvis det foreligger mistanke, skal en andre prøve tas omkring 3 uker senere, og IgM-testingen skal utføres på nytt. 11 PRODUSENTENS KVALITETSKONTROLL Alle produserte reagenser blir preparert iht. vårt kvalitetssystem, fra mottak av råmateriale til kommersialisering av det ferdige produktet. Hver batch blir underlagt kvalitetskontrollvurderinger og blir bare videreført til markedet når det foreligger samsvar med forhåndsdefinerte godkjenningskriterier. Informasjon relatert til produksjon og kontroll av hver enkelt batch blir oppbevart hos Bio-Rad. 12 REFERANSER 1. Alford C.A., Stagno S., Pass R.F., Britt W.J. 1990. Congenital and perinatal cytomegalovirus infection. Rev. Infect. Dis. 12: S745-S753. 2. Demmler G.J. 1991. Summary of a workshop on surveillance for congenital cytomegalovirus disease. Rev. Infect. Dis. 13: 315-329. 3. Fowler K.B., Stagno S., Pass R.F., Britt W.J., Boll T.J., Alford C.A. 1990. The outcome of congenital and cytomegalovirus in relation to maternal antibody status. N. Engl. J. Med. 326: 663-667. 4. Gaytant M.A., Rours I.G., Steegers E.A., Galama J.M., Semmekrot B.A. 2003. Congenital cytomegalovirus infection after recurrent infection: case reports and review of the literature. Europ. J. Pediatr. 162: 248-253. 5. Grangeot-Keros L., Mayaux M.J., Lebon P., and al. 1997. Value of cytomegalovirus (CMV) IgG avidity index for the diagnosis of primary CMV infection in pregnant women. J. Infect. Dis. 175: 944-946. 6. Lazzarotto T., Guerra B., Spezzacatena P., Varani S., Gabrielli L., Pradelli P., Rumpianesi F., Banzi C., Bovicelli L., Landini M.P. 1998. Prenatal diagnosis of congenital cytomegalovirus infection. J. Clin. Microbiol. 36: 3540-3544. 7. Macé M., Sissoef L., Rudent A., Grangeot-Keros L. 2004. A serological testing algorithm for the diagnosis of primary CMV infection in pregnant women. Prenat. Diagn. 28: 861-863. 10

8. Munro S.C., Hall B., Whybin L.R., Leader L., Robertson P., Maine G.T., Rawlinson W.D. 2005. Diagnosis of and screening for cytomegalovirus infection in pregnant women. J. Clin. Microbiol. 43: 4713-4718. 9. Revello M.L., Gerna G. 2002. Diagnosis and management of human cytomegalovirus infection in the mother, fetus and newborn infant. Clin. Microbiol. Rev. 15: 680-715. 10. Stagno S., Pass R.F., Dworsky M.E., and al. 1982. Congenital cytomegalovirus infection: the relative importance of primary and recurrent maternal infections. N. Engl. J. Med. 306: 945-949. Bio-Rad 0459 3, boulevard Raymond Poincaré 92430 Marnes-la-Coquette France Tel. : +33 (0) 1 47 95 60 00 03/2009 Fax : +33 (0) 1 47 41 91 33 881047 11