Amplified DNA Assay 8081408 2009/01

B ProbeTec Chlamydia trachomatis (CT) Q x Amplified DNA Assay 8081408 2009/01 U 0344 Patentnumre: 5 270 184; 5 547 861; 5 648 211; 5 712 124; 5 744 311; 5 846 726; 5 851 767; 5 919 630; 6 010 857; 6 054 279; 6 077 669; 6 218 125; 7 371 531. BRUKSOMRÅDE Når BD ProbeTec CT Q x Amplified DNA Assay (amplifisert DNA-analyse) testes med BD Viper System i ekstraksjonsmodus, brukes SDA-teknologi (trådforskyvningsamplifisering) til direkte, kvalitativ påvisning av DNA fra Chlamydia trachomatis i klinikerinnsamlede endocervikale penselprøver fra kvinner og penselprøver fra urinrøret hos menn, pasientinnsamlede vaginale penselprøver (i en klinisk sammenheng) og urinprøver fra menn og kvinner. Analysen er indisert for bruk med asymptomatiske og symptomatiske personer til å bistå i diagnostiseringen av klamydiabetinget urogenital sykdom. SAMMENDRAG OG FORKLARING Verdens helseorganisasjon beregner at 92 millioner nye tilfeller av infeksjon som følge av Chlamydia trachomatis diagnostiseres hvert år. 1 I USA er chlamydia den vanligste rapporterte infeksjonssykdommen med over 1 000 000 tilfeller i 2006, og forekomsten av tilfeller er tre ganger høyere blant kvinner enn menn. 2 Frekvensen for tilfeller av klamydiainfeksjon har økt i det siste tiåret, i stor grad på grunn av utvidelsen av screeningprogrammer for asymptomatiske personer og bruken av stadig mer følsomme diagnostiske tester. Sytti til 90 % av klamydiainfeksjoner hos kvinner er asymptomatiske, med den følge at langvarige helseproblemer kan utvikles før en kvinne engang er klar over at hun er i faresonen. 3 C. trachomatis kan forårsake langvarige følgesykdommer som f.eks. betennelse i bekkenet og infertilitet, i tillegg til fødsel av undervektige spedbarn. Femti prosent av C. trachomatis-infiserte menn er også asymptomatiske, og infeksjonen deres kan ved manglende behandling gi akutt uretritt eller epididymitt og kronisk proktitt. Overføring av C. trachomatis skjer via seksuell kontakt, men kan også finne sted i fødselskanalen og føre til neonatal konjunktivitt og/eller klamydiapneumoni. 4 Effektiv antibiotikabehandling eksisterer for klamydiainfeksjoner og Advisory Committee on Human Immunodeficiency Virus (HIV) and Sexually Transmitted Disease (STD) Prevention oppmuntrer til aktive kontrollprogrammer som retter seg mot seksuelt overførte sykdommer som kan behandles som en hovedintervensjon i HIV-epidemien. 5 For å forhindre komplikasjoner og redusere overføring, har US Preventive Services Task Force også publisert anbefalninger for screening av unge, seksuelt aktive kvinner og de som er eldre og anses å ha høyere risiko for infeksjon. 3,6 Chlamydiaceae er gramnegative, obligate intracellulære bakterier som danner karakteristiske intracellulære inklusjoner som kan observeres i cellekultur ved hjelp av fluorescensmikroskopi etter at det er benyttet antigenspesifikk farging. 7 Det anerkjennes femten serovarer av C. trachomatis som utgjør tre grupper, der hver er forbundet med en ulik sykdomstilstand: trakom-serovarer, A-C; de okkulogenitale serovarene D-K; og lymfogranulom venereum-serovarene, L 1 L 3. Gjeldende metoder for diagnostisering av C. trachomatis-infeksjon omfatter dyrkning og immunologiske analyser i tillegg til påvisning av nukleinsyrer ved hjelp av direkte hybridisering eller amplifisering. Selv om dyrkning historisk sett har vært gullstandarden for påvisning av C. trachomatis, har den økte sensitiviteten til amplifiserte metoder ført til at de benyttes i økende grad og dermed har bidratt til økningen i antallet rapporterte tilfeller av infeksjon. Når det brukes sammen med BD Viper System, involverer BD ProbeTec CT Q x Amplified DNA Assay automatisert jernoksidbasert ekstraksjon av DNA fra kliniske prøver ved hjelp av BD FOX-ekstraksjonsteknologi med den kjemiske lyseringen av celler, etterfulgt av binding av DNA til paramagnetiske partikler, vasking av den bundne nukleinsyren og elusjon i en amplifiseringskompatibel buffer. Når DNA fra C. trachomatis er til stede, påvises det deretter ved hjelp av trådforskyvningsamplifikasjon (SDA) av en spesifikk målsekvens i nærvær av en fluorescensmerket detektorsonde. 8,9 PROSEDYREPRINSIPPER BD ProbeTec CT Q x Amplified DNA Assay er beregnet på bruk med BD ProbeTec Chlamydia trachomatis/neisseria gonorrhoeae (CT/GC) Q x -innretninger til prøvetaking og transport, relevante reagenser, BD Viper System og BD FOX Extraction. Prøver tas og transporteres i sine respektive transportinnretninger som ivaretar integriteten til DNA fra C. trachomatis over de angitte temperatur- og tidsområdene. Urin- og penselprøver gjennomgår et forhåndsoppvarmingstrinn i BD Viper Lysing Heater for å løse opp slim og homogenisere prøven. Etter nedkjøling lastes prøvene på BD Viper System, som deretter utfører alle trinnene som inngår i ekstraksjon og amplifikasjon av mål-dna uten ytterligere brukerintervensjon. Prøven overføres til et ekstraksjonsrør som inneholder jernoksidpartikler i en oppløselig hinne og tørket ekstraksjonskontroll. En høy ph brukes til å lysere bakteriecellene og frigjøre deres DNA i løsningen. Syre tilsettes deretter for å senke phen og indusere en positiv ladning på jernoksidet, som igjen binder det negativt ladde DNAet. Partiklene og det bundne DNAet dras deretter til sidene av ekstraksjonsrøret av magneter og den behandlede prøven aspireres til avfall. Partiklene vaskes og en elusjonsbuffer med høy ph tilsettes for å gjenopprette det rensede DNAet. Til slutt brukes en nøytraliseringsbuffer til å bringe phen til den ekstraherte løsningen til det optimale nivået for amplifisering av målet. BD ProbeTec CT Q x Amplified DNA Assay er basert på samtidig amplifisering og påvisning av mål-dna ved bruk av amplifiseringsprimere og en fluorescensmerket detektorsonde. 8,9 Reagensene for SDA blir tørket i to separate engangsbrønner. Primerbrønnen inneholder amplifiseringsprimeren, den fluroescensmerkede detektorsonden, nukleotidene og andre reagenser som er nødvendige for amplifisering, mens amplifiseringsbrønnen inneholder de to enzymene (en DNA-polymerase og en restriksjonsendonuklease) som er nødvendige for SDA. BD Viper System pipetterer en del av den rensede DNA-løsningen fra hvert ekstraksjonsrør inn i en primingbrønn for å rehydrere innholdet. Etter en kort inkubering, overføres reaksjonsblandingen til en tilsvarende forhåndsoppvarmet amplifiseringsbrønn som forsegles for å forhindre kontaminering og deretter inkuberes i en av de to temperaturregulerte fluorescensavleserne. Nærværet eller fraværet av DNA fra C. trachomatis fastslås ved å beregne Norsk

toppfluorescensen (maksimale relative fluorescensenheter [MaxRFU]) i løpet av amplifiseringsprosessen og ved å sammenligne denne målingen med en forhåndsbestemt terskelverdi. I tillegg til fluorescenssonden som brukes til å påvise amplifisert mål-dna fra C. trachomatis, innlemmes et annet fluorescensmerket oligonukleotid i hver reaksjon. Oligonukleotidet for ekstraksjonskontroll (EC) er merket med et annet fargestoff enn det som brukes til påvisning av det C. trachomatis-spesifikke målet og brukes til å bekrefte verdien av ekstraksjonsprosessen. EC tørkes i ekstraksjonsrørene og rehydreres ved tilsetning av prøven og ekstraksjonsreagensene. På slutten av ekstraksjonsprosessen overvåkes EC-fluorescensen av BD Viper-instrumentet og en automatisert algoritme anvendes på både de EC- og C. trachomatis-spesifikke signalene for å rapportere prøveresultater som positive, negative eller EC-svikt. REAGENSER Hver BD ProbeTec CT Q x -reagenspakke inneholder: CT Q x Amplified DNA Assay, primingbrønner, 12 x 96: hver primingbrønn inneholder omtrent 110 pmol oligonukleotider, 45 pmol fluorescensmerket detektorsonde, 80 nmol dntps, med stabilisatorer og bufferkomponenter. CT Q x Amplified DNA Assay, amplifiseringsbrønner, 12 x 96: hver amplifiseringsbrønn inneholder omtrent 100 enheter DNA-polymerase og 620 enheter restriksjonsenzym, med stabilisatorer og bufferkomponenter. MERK: Hver mikrobrønnlomme inneholder en pose med tørkestoff. Kontrollsett for BD ProbeTec CT/GC Q x Amplified DNA Assays: 24 CT/GC Q x positive kontrollrør som inneholder omtrent 2 400 kopier hver av pctb4 og pgcint3 lineære plasmider i bærernukleinsyre og 24 CT/GC Q x negative kontrollrør som kun inneholder bærernukleinsyre. Konsentrasjoner av pctb4 og pgcint3-plasmider fastslås ved hjelp av UVspektrofotometri. CT/GC Q x Swab Diluent for BD ProbeTec CT/GC Q x Amplified DNA Assays: 48 rør som hvert inneholder omtrent 2 ml kaliumfosfat-/kaliumhydroksidbuffer med DMSO og konserveringsmiddel. BD FOX-ekstraksjonsrør for BD ProbeTec CT/GC Q x Amplified DNA Assays: 48 stripser for 8 rør, som hvert inneholder omtrent 10 mg jernoksid i en oppløselig hinne og omtrent 240 pmol fluorescensmerket oligonukleotid for ekstraksjonskontroll. Ekstraksjonsreagens og lyseringskar for BD ProbeTec CT/GC Q x Amplified DNA Assays: hvert ekstraksjonsreagenskar med 4 hulrom inneholder omtrent 16,5 ml bindesyre, 117 ml vaskebuffer, 35 ml elusjonsbuffer og 29 ml nøytraliseringsbuffer med konserveringsmiddel; hvert lyseringskar inneholder omtrent 11,5 ml lyseringsreagens. Instrument, utstyr og forbruksvarer Materialer som følger med: BD Viper-instrument, BD Viper-instrumentplater, BD Viper-pipettespisser, BD Viperavfallsbokser for spisser, BD Viper-amplifiseringsplateforseglinger (svarte), BD Viper Lysing Heater, BD Viper Lysing Rack, BD Viper-nøytraliseringsposer, prøverør og korker til bruk på BD Viper (ekstraksjonsmodus), urinkonserveringstransport for BD ProbeTec Q x Amplified DNA Assays (Q x UPT), prøvetakingskit for endocervix hos kvinner for BD ProbeTec CT/GC Q x Amplified DNA Assays, prøvetakingskit for urinrør hos menn for BD ProbeTec CT/GC Q x Amplified DNA Assays, vaginal prøvetransport for BD ProbeTec CT/GC Q x Amplified DNA Assay, BD ProbeTectilbehør. Nødvendige materialer som ikke følger med: Nitrilhansker, 1 % (v/v) natriumhypokloritt*, DNA AWAY, 3 % (w/v) hydrogenperoksid, Chlamydia trachomatis ATCC VR-902B (fortynnet i fosfatbufret saltløsning) eller Blackhawk AmpliTrol CT/GC. *Bland 200 ml blekemiddel med 800 ml vann. Lages nytt daglig. Oppbevarings- og håndteringskrav: Reagensene kan lagres ved 2 33 C. Uåpnede reagenspakker er stabile til utløpsdatoen. Når en pose er åpnet, er reagensbrønnene stabile i 6 uker hvis de er ordentlig forseglet eller til utløpsdatoen, ettersom hva som kommer først. Skal ikke fryses. advarsler og forsiktighetsregler Generelt: 1. Ved in vitro-diagnostisk bruk. 2. Patogene mikroorganismer, blant annet hepatittvirus og humant immunsviktvirus, kan være til stede i kliniske prøver. Standard forsiktighetsregler 10-13 og institusjonelle retningslinjer skal følges ved håndtering av alt materiale kontaminert med blod og andre kroppsvæsker. 3. Se brukerhåndboken for BD Viper System for flere spesifikke advarsler, forsiktighetsregler og merknader som er spesifikke for BD Viper. Prøve: 4. For innsamling av endocervikale penselprøver, må kun prøvetakingskit for endocervix hos kvinner for BD ProbeTec CT/GC Q x Amplified DNA Assays brukes. 5. For pasientinnsamling og transport av vaginale penselprøver, må kun vaginal prøvetransport for BD ProbeTec CT/GC Q x Amplified DNA Assays brukes. 6. For innsamling av penselprøver fra urinrør hos menn, må kun prøvetakingskit for urinrør hos menn for BD ProbeTec CT/GC Q x Amplified DNA Assays brukes. 7. For urinprøver, må kun Q x UPT eller ukonservert (fersk) urin brukes. 8. Under- eller overdispensering av urin i prøverør eller Q x UPT kan påvirke analyseresultatet. Overfylling av rørene kan også føre til oversvømmelse av væske på BD Viper-dekket, og kan føre til kontaminering. 9. For uretrale penselprøver fra menn og endocervikale penselprøver fra kvinner må prøver innsamles og testes før utløpsdatoen på CT/GC Q x -diluentrøret. 10. For vaginale prøver må prøver innsamles og behandles før utløpsdatoen på transportrøret for vaginal prøve. Så snart de er presset ut, må prøvene testes før utløpsdatoen på CT/GC Q x -diluentrøret. 11. For urinprøver må prøvene testes før utløpsdatoen på Q x UPT. 2

Analyse/reagens: 12. Denne reagenspakken skal brukes til testing av endocervikale og pasientinnsamlede vaginale penselprøver (i en klinisk sammenheng), penselprøver fra urinrør hos menn og urinprøver fra menn og kvinner med BD Viper System i ekstraksjonsmodus. 13. Q x UPT inneholder NAP Guard (omtrent 742,5 mm K 2 EDTA). NAP Guard kan irritere øyne, hud og åndedrettssystem. Dersom det kommer i kontakt med øynene, skyll umiddelbart med rikelige mengder vann i åpne øyne, og søk medisinsk hjelp hvis symptomene vedvarer. Dersom det kommer i kontakt med huden, vask umiddelbar med rikelige mengder såpe og vann. Dersom det innåndes, ta kontakt med lege i tilfelle problemer. 14. Bruk kun prøve- og kontrollrør med korker som kan gjennomhulles på BD Viper System i ekstraksjonsmodus. Fjern ikke korker som kan gjennomhulles, før instrumentet kjøres. Pass på å skifte ut alle punkterte korker som kan gjennomhulles, med nye korker som kan gjennomhulles, før instrumentet kjøres. 15. Ikke bland eller bytt reagenser fra kit med forskjellige partinumre (lot). 16. CT/GC Q x penselprøvediluent for BD ProbeTec CT/GC Q x Amplified DNA Assays inneholder dimetylsulfoxsid (DMSO). DMSO er skadelig ved innånding, hudkontakt og svelging. Unngå kontakt med øynene. Hvis stoffet kommer i kontakt med øynene, skyll straks med store mengder vann og oppsøk lege. Dersom det kommer i kontakt med huden, vask umiddelbart med rikelige mengder vann. 17. Et rør med CT/GC Q x Swab Diluent fra prøvetakingskit for cervix hos kvinner eller urinrør hos menn skal ikke testes dersom det mottas på laboratoriet uten penselen i. Det kan gi falskt negativt resultat. 18. Bruk kun pipettespisser fra BD Viper som leveres av BD med BD Viper System. 19. Ekstraksjonsreagensen og lyseringskarene for BD ProbeTec CT/GC Q x Amplified DNA Assays inneholder etsende stoffer. Det anbefales på det sterkeste å bruke personlig verneutstyr, som f.eks. nitrilhansker, vernebriller og laboratoriefrakker når du håndterer disse reagensene. Disse løsningene har en sterkt etsende virkning, og kan forårsake alvorlige brannskader på hud og slimhinner. Unngå kontakt med øynene og huden. Unngå å puste inn damp, dunst eller spray. Skadelig ved svelging. Ikke spis eller drikk i nærheten av disse reagensene. Hvis det oppstår kontakt, må du fjerne de kontaminerte klærne omgående, vaske huden med såpe og vann og skylle grundig. Hvis stoffet kommer i kontakt med øynene, skyll straks med store mengder vann og oppsøk lege. 20. Bruk kun BD Viper-amplifiseringsplateforseglinger (svarte) på amplifiseringsplatene med BD Viper System. Hvis de gjennomsiktige forseglingene brukes til å forsegle amplifiseringsplatene, kan det gi feilaktige resultater. 21. Reagensposer som inneholder ubrukte primingbrønner og amplifiseringsbrønner MÅ forsegles godt igjen etter åpning. Kontroller at en tørkepose er til stede før reagensposen forsegles på nytt. 22. Fordi CT/GC Q x -positive kontroller brukes både til CT Q x - og GC Q x -testing, er det viktig å sørge for riktig plassering av mikrotiterplatestripsene for å få riktige sluttresultatrapporter. 23. Platen som inneholder amplifiseringsbrønnene, MÅ være skikkelig forseglet med BD Viperamplifiseringsplateforsegling (svart) før platen flyttes fra BD Viper System. Forseglingen sørger for en lukket reaksjon for amplifiseringen og påvisning, og er nødvendig for å unngå kontaminering av instrumentet og arbeidsområdet med amplifiseringsprodukter. Forseglingen skal ikke på noe tidspunkt fjernes fra mikrobrønnene. 24. Primingbrønner med gjenværende væske (etter overføring av væske fra primingbrønnene til amplifiseringsbrønnene) utgjør en kilde til målkontaminering. Forsegle primingbrønnene godt med den selvklebende platen før de kasseres. 25. For å forhindre kontaminering av arbeidsområdet med amplifiseringsprodukter, bruk avfallsposene som leveres i tilbehørssettet ved kasting av testede amplifiseringsbrønner. Pass på at posene er godt lukket før de kastes. 26. Selv om egne arbeidsområder ikke er nødvendig fordi utformingen til BD Viper reduserer muligheten for ampliconkontaminering i testomgivelsene, er det nødvendig med andre forholdsregler for å kontrollere kontamineringen, særlig for å hindre kontaminering av prøven under manipulering. 27. SKIFT HANSKENE hvis de kommer i kontakt med prøven eller ser ut til å være våte, for å hindre kontaminering av andre prøver. Skift hansker før du forlater eller kommer inn i arbeidsområdet. 28. Hvis arbeidsområdet eller utstyr med prøver eller kontroller kontamineres, må det kontaminerte området rengjøres grundig med 1 % (v/v) natriumhypokloritt, DNA AWAY, eller 3 % (w/v) hydrogenperoksid (bruk ikke hydrogenperoksid fra en flaske som har vært åpen i over 8 dager) og skyll grundig med vann. La overflaten tørke fullstendig før du fortsetter. 29. Hvis det søles på BD Viper Lysing Rack, må racket senkes ned i 1 % (v/v) natriumhypokloritt i 1 2 min. Ikke overskrid 2 min. Skyll racket grundig med vann, og la det lufttørke. 30. Rengjør hele arbeidsoverflaten benkeplater og instrumentoverflater med 1 % (v/v) natriumhypokloritt daglig. Skyll godt med vann. La overflatene tørke fullstendig før videre testing. 31. Kontakt den lokale BD-representanten i tilfelle en uvanlig situasjon, slik som søl i BD Viper-instrumentet eller DNA-kontaminering som ikke kan fjernes ved rengjøring. INNSAMLING AV PENSELPRØVE, OPPBEVARING OG TRANSPORT For penselprøver har ytelsesdata i dette pakningsvedlegget blitt fastslått med de oppførte BD ProbeTecprøvetakingskitene. Resultater med andre prøvetakingsinnretninger enn de som er oppført, har ikke blitt evaluert. Prøvetakingskit for endocervix hos kvinner for BD ProbeTec CT/GC Q x Amplified DNA Assays Vaginal prøvetransport for BD ProbeTec CT/GC Q x Amplified DNA Assays Prøvetakingskit for urinrør hos menn for BD ProbeTec CT/GC Q x Amplified DNA Assays Innsamling av penselprøver Innsamling av endocervikale penselprøver ved hjelp av prøvetakingskit for cervix hos kvinner for BD ProbeTec CT/GC Q x Amplified DNA Assays 1. Ta rengjøringspenselen ut av pakken. 2. Overflødig blod og slim fjernes fra cervixmunningen med rengjøringspenselen med polyesterspiss. 3. Den brukte rengjøringspenselen skal kastes. 3

4. Ta den rosa prøvepenselen ut av pakken. 5. Før prøvepenselen inn i cervixkanalen og roter i 15 30 s. 6. Trekk penselen forsiktig ut. Unngå kontakt med vaginalslimhinnen. 7. Ta korken av røret med CT/GC Q x Swab Diluent. 8. Sett prøvepenselen helt inn i røret med CT/GC Q x Swab Diluent. 9. Brekk skaftet på penselen ved merket. Utvis varsomhet for å unngå sprut. 10. Sett korken tett på røret. 11. Merk røret med pasientdata og dato/klokkeslett for prøvetaking. 12. Transporter til laboratoriet. Prosedyre for pasientprøvetaking med vaginal penselprøve ved hjelp av vaginal prøvetransport for BD ProbeTec CT/GC Q x Amplified DNA Assays. MERK: Påse at pasientene leser gjennom anvisningene for prøvetaking før de får et prøvetakingskit. 1. Vask hendene med såpe og vann. Skyll og tørk. 2. Det er viktig å stå stødig og behagelig under prøvetakingsprosedyren. 3. Vri om korken for å bryte forseglingen. Trekk korken med tilkoblet pensel ut av røret. Unngå å berøre den myke spissen, og ikke legg penselen fra deg. Hvis du berører eller slipper penselspissen eller legger ned penselen, skal du kaste penselen og be om en ny vaginalpensel. 4. Hold penselen i korken med én hånd slik at penselspissen peker mot deg. 5. Spre huden utenfor skjeden varsomt med den andre hånden. Sett penselspissen inn i skjedeåpningen. Rett spissen mot korsryggen, og slapp av i musklene. 6. La penselen gli maksimalt 5 cm inn i skjeden. Hvis penselen ikke glir lett inn, roter penselen varsomt mens du skyver den inn. Hvis det fremdeles er vanskelig, skal du ikke prøve å fortsette. Påse at penselen berører veggene i skjeden slik at penselen absorberer fuktighet. 7. Roter penselen i 10 15 s. 8. Trekk ut penselen uten å berøre huden. Sett penselen i røret, og sett lokket godt på. 9. Etter prøvetaking skal du vaske hendene med såpe og vann, skylle og tørke dem. 10. Returner røret med penselprøven til sykepleier eller kliniker som anvist. 11. Merk med pasientdata og dato/klokkeslett for prøvetaking. 12. Transporter til laboratoriet. Innsamling av penselprøver fra urinrør hos menn ved hjelp av prøvetakingskit for urinrør hos menn for BD ProbeTec CT/GC Q x Amplified DNA Assays: 1. Ta prøvepenselen ut av pakken. 2. Før penselen 2 4 cm inn i urinrøret og roter i 3 5 s. 3. Trekk penselen tilbake. 4. Ta korken av røret med CT/GC Q x Swab Diluent. 5. Sett prøvepenselen helt inn i røret med CT/GC Q x Swab Diluent. 6. Brekk skaftet på penselen ved merket. Utvis varsomhet for å unngå sprut. 7. Sett korken tett på røret. 8. Merk røret med pasientdata og dato/klokkeslett for prøvetaking. 9. Transporter til laboratoriet. Oppbevaring og transport av penselprøver Tabell 1 gir instrukser for oppbevarings- og transportbetingelser til laboratoriet og/eller teststedet for penselprøver. Penselprøvene fra endocervix og urinrør hos menn må oppbevares og transporteres til laboratoriet og/eller teststedet innen 30 dager etter prøvetaking hvis de oppbevares ved 2 30 C eller innen 180 dager etter prøvetaking hvis de oppbevares nedfryst ved -20 C. Pasientinnsamlede vaginale penselprøver må oppbevares og transporteres til laboratoriet og/eller teststedet innen 14 dager etter prøvetaking hvis de oppbevares ved 2 30 ºC eller innen 180 dager etter prøvetaking hvis de oppbevares nedfryst ved -20 C. Pasientinnsamlede vaginale penselprøver som uttrykkes i CT/GC Q x prøvediluent kan oppbevares og behandles innen 30 dager etter utklemming hvis de oppbevares ved 2 30 C eller innen 180 dager etter utklemmingsdatoen hvis de oppbevares nedfryst ved -20 C. Tabell 1: Oppbevaring og transport av penselprøver Penselprøvetype som skal behandles Temperaturforhold for transport til teststed og oppbevaring Behandle prøven i henhold til bruksanvisningen Kvinnelig endocervikal Vaginal penselprøve penselprøve / penselprøve fra urinrør hos menn Tørr vaginal penselprøve (prøvetakingssted) Utklemt vaginal penselprøve (teststed) 2 30 C -20 C 2 30 C -20 C 2 3 0 C -20 C Innen 30 dager etter prøvetaking Innen 180 dager etter prøvetaking Uttrykk og behandle innen 14 dager etter prøvetaking 4 Uttrykk og behandle innen 180 dager etter prøvetaking Innen 30 dager etter utklemming Innen 180 dager etter utklemming Ved forsendelse innenlands og utenlands skal prøver pakkes og merkes i samsvar med gjeldende lokale, nasjonale og internasjonale bestemmelser vedrørende transport av kliniske prøver og etiologiske/smittefarlige stoffer. Tids- og temperaturbetingelser for oppbevaring må opprettholdes under transport.

Prøvetaking, oppbevaring og transport av urinprøver For urinprøver er ytelsen fastslått med Q x UPT og med urin innsamlet i en steril, ikke-konserverende, prøvetakingskopp av plast (dvs. fersk urin uten konserveringsmiddel). Resultater med andre prøvetakingsmetoder og prøvetakingsinnretninger er ikke fastslått. Urinprøvetaking 1. Pasienten må ikke late urinen den siste timen før prøvetaking. 2. Prøven tas i et sterilt, ikke-konserverende prøvetakingsbeger. 3. Pasienten må samle inn de første 20 60 ml av urinen i et innsamlingsbeger (den første urinen IKKE i midtstråleprøve). 4. Sett på korken og merk med pasientdata og dato/klokkeslett for prøvetaking. Overføring av urin til Q x UPT MERK: Urinprøver må overføres fra innsamlingsbegeret til Q x UPT innen 8 timer etter innsamlingen hvis urinen har blitt oppbevart ved 2 30 C. Urinprøver oppbevart ved 2 8 C kan oppbevares i opptil 24 timer før de overføres til Q x UPT. Bruk rene hansker ved håndtering av Q x UPT-rør og urinprøver. Hvis hanskene kommer i kontakt med innholdet i en prøve, bytt umiddelbart til nye hansker for å unngå kontaminering av andre prøver. 1. Åpne Q x UPT-prøvetakings- og transportkit og ta Q x UPT og overføringspipetten ut av emballasjen. 2. Merk Q x UPT med pasientidentifikasjon og dato/klokkeslett for prøvetaking. 3. Hold Q x UPT rett, og dunk bunnen av UPT-reagensrøret mot et flatt underlag for å løsne eventuelle større dråper på innsiden av korken. Gjenta om nødvendig. 4. Skru av korken på Q x UPT, og bruk overføringspipetten til å dispensere urin inn i røret. Riktig urinvolum er tilsatt når væskenivået er mellom de sorte linjene i fyllingsvinduet på Q x UPT-etiketten. Dette volumet tilsvarer omtrent 2,0 3,0 ml urin. IKKE fyll for mye eller for lite i røret. 5. Kast overføringspipetten i en beholder for biologisk farlig avfall. MERK: Overføringspipetten skal bare brukes på én enkelt prøve. 6. Skru korken godt fast på Q x UPT. 7. Q x UPT vendes 3 4 ganger for å sikre at prøven og reagensen blandes godt. Oppbevaring og transport av Q x UPT-urin Oppbevar og transporter Q x UPT-urinprøver ved 2 30 C og forhåndsoppvarm dem innen 30 dager etter overføring til Q x UPT. Prøver kan oppbevares i Q x UPT ved -20 C i opptil 180 dager før forhåndsoppvarming. Oppbevaring og transport av fersk urin Oppbevar og transporter ferske urinprøver fra prøvetakingsstedet til teststedet ved 2 8 C og forhåndsoppvarm dem innen 7 dager etter prøvetaking. Fersk urin som oppbevares ved 2 30 C, må forhåndsoppvarmes innen 30 timer etter prøvetaking. Ferske urinprøver kan også oppbevares nedfryst ved -20 C i opptil 180 dager før forhåndsoppvarming. Tabell 2: Oppbevaring og transport av urinprøver Type urinprøve som skal undersøkes Alternativer for urinhåndtering før overføring til Q x UPT Temperaturforhold for oppbevaring og transport til teststed Behandle og test prøven i henhold til bruksanvisningen Q x UPT Oppbevar urinprøver ved 2 30 C og overfør til Q x UPT innen 8 timer etter prøvetaking eller Oppbevar urinprøver ved 2 8 C og overfør til Q x UPT innen 24 timer etter prøvetaking eller Overfør til Q x UPT omgående FERSK 2 8 C 2 30 C -20 C 2 8 C 2 3 0 C -20 C Innen 30 dager etter overføring til Q x UPT Innen 180 dager etter overføring til Q x UPT Innen 7 dager etter prøvetaking Innen 30 timer etter prøvetaking Innen 180 dager etter prøvetaking BEHANDLING AV PENSELPRØVER Behandlingsprosedyre for prøvetakingskit for cervix hos kvinner for BD ProbeTec Chlamydia trachomatis/neisseria gonorrhoeae (CT/GC) Q x Amplified DNA Assays eller prøvetakingskit for urinrør hos menn for BD ProbeTec Chlamydia trachomatis/neisseria gonorrhoeae (CT/GC) Q x Amplified DNA Assays MERK: Hvis prøvene har vært nedkjølt eller frosset, må du sørge for at de når romtemperatur og blandes før du går videre. 1. Ved hjelp av rørlayoutrapporten, plasser røret med CT/GC Q x Swab Diluent med svart kork som kan gjennomhulles, i rett rekkefølge i BD Viper Lysing Rack og lås på plass. 2. Gjenta trinn 1 for ytterligere penselprøver. 3. Prøvene er nå klare til å forhåndsoppvarmes. 4. Skift hansker før du fortsetter, for å hindre kontaminering. 5

Behandlingsprosedyre for vaginal prøvetransport for BD ProbeTec Chlamydia trachomatis/neisseria gonorrhoeae (CT/GC) Q x Amplified DNA Assays MERK: Bruk rene hansker ved håndtering av de vaginale penselprøvene. Hvis hanskene kommer i kontakt med en prøve, bytt umiddelbart til nye hansker for å unngå kontaminering av andre prøver. MERK: Hvis prøver er nedkjølte eller frosne, må du sørge for at de når romtemperatur før utklemming. 1. Merk et forhåndsfylt BD ProbeTec CT/GC Q x Amplified DNA Assay Swab Diluent-rør for hver penselprøve som skal behandles. 2. Ta av korken og sett penselprøven inn i CT/GC Q x Swab Diluent. Bland ved å rotere penselprøven i CT/GC Q x Swab Diluent i 5 10 s. 3. Trykk penselen mot siden av røret slik at væske renner tilbake til bunnen av røret. 4. Ta penselen forsiktig ut av røret med CT/GC Q x Swab Diluent for å unngå sprut. 5. Sett den utklemte penselen tilbake i transportrøret og kast sammen med biologisk farlig avfall. 6. Sett korken tett på igjen på røret med CT/GC Q x Swab Diluent med den svarte korken som kan gjennomhulles. 7. Gjenta trinn 1 6 for ytterligere penselprøver. 8. Ved hjelp av rørlayoutrapporten, sett røret i riktig rekkefølge i BD Viper Lysing Rack og lås på plass. 9. Prøvene er nå klare til å forhåndsoppvarmes. 10. Skift hansker før du fortsetter, for å hindre kontaminering. BEHANDLING AV URINPRØVER MERK: Hvis prøvene har vært nedkjølt eller frosset, må du sørge for at de når romtemperatur og blandes før du går videre. 1. Pass på at urinvolumet i hvert Q x UPT-rør ligger mellom linjene som er angitt på røretiketten. Under- eller overfylling av røret kan påvirke analyseresultatet. Overfylling av røret kan også føre til oversvømmelse av væske på BD Viper-dekket, og kan føre til kontaminering. 2. Pass på at Q x UPT-røret har en svart kork som kan gjennomhulles. 3. Gjenta trinn 1 og 2 for flere Q x UPT-rørprøver. 4. Ved hjelp av rørlayoutrapporten, sett Q x UPT-røret i riktig rekkefølge i BD Viper Lysing Rack og lås på plass. 5. Prøvene er nå klare til å forhåndsoppvarmes. 6. Skift hansker før du fortsetter, for å hindre kontaminering. Behandlingsprosedyre for ukonserverte (ferske) urinprøver MERK: Bruk rene hansker ved håndtering av urinprøven. Hvis hanskene kommer i kontakt med en prøve, bytt umiddelbart til nye hansker for å unngå kontaminering av andre prøver. 1. Merk et prøverør for bruk på BD Viper System (ekstraksjonsmodus) med pasientidentifikasjon og dato-/klokkeslett for prøvetaking. 2. Roter urinkoppen for å blande urinprøven, og åpne den forsiktig. MERK: Åpne forsiktig for å unngå søl som kan kontaminere hanskene eller arbeidsområdet. 3. Ta av korken på røret og bruk en pipette til å overføre urinprøven til røret. Riktig urinvolum er tilsatt når væskenivået er mellom de sorte linjene i fyllingsvinduet på etiketten. Dette volumet tilsvarer omtrent 2,0 3,0 ml urin. IKKE fyll for mye eller for lite i røret. 4. Sett en svart kork som kan gjennomhulles tett på hvert rør. 5. Gjenta trinn 1 t.o.m. 4 for hver urinprøve. Bruk en ny pipette eller pipettespiss for hver prøve. 6. Ved hjelp av rørlayoutrapporten, sett den ferske urinprøven i riktig rekkefølge i BD Viper Lysing Rack og lås på plass. 7. Prøvene er nå klare til å forhåndsoppvarmes. 8. Skift hansker før du fortsetter, for å hindre kontaminering. MERK: Forhåndsoppvarmingstrinnet må startes innen 30 timer etter prøvetaking hvis urinen har blitt oppbevart ved 2 30 C; innen 7 dager etter prøvetaking hvis den oppbevares ved 2 8 C; eller innen 180 dager hvis den oppbevares nedfryst ved -20 C. Kvalitetskontrollforberedelse MERK: Rehydrer ikke kontrollene før de lastes i BD Viper Lysing Rack. 1. Ved hjelp av rørlayoutrapporten, sett CT/GC Q x negative kontroller inn i de riktige posisjonene i BD Viper Lysing Rack. 2. Ved hjelp av rørlayoutrapporten, sett CT/GC Q x positive kontroller inn i de riktige posisjonene i BD Viper Lysing Rack. 3. Kontrollene er klare til forhåndoppvarming med prøvene, om ønsket. FORHÅNDSOPPVARMINGSPROSEDYRE FOR PENSEL- OG URINPRØVER MERK: Forhåndsoppvarmingsprosedyren må anvendes for alle pensel- og urinprøver for å sikre at prøveblandingen er homogen før den lastes på BD Viper System. Hvis prøvene ikke forhåndsoppvarmes, kan det ha en negativ virkning på ytelsen til BD ProbeTec CT/GC Q x Assay og/eller BD Viper System. Pensel- og urinprøver må forhåndsoppvarmes, men forhåndsoppvarming av kontrollene er valgfritt. MERK: Nedkjølte eller frosne prøver må nå romtemperatur før forhåndsoppvarming. 1. Sett BD Viper Lysing Rack inn i BD Viper Lysing Heater. 2. Forhåndsoppvarm prøvene i 15 min. ved 114 ± 2 C. 3. Fjern Lysing Rack fra Lysing Heater og la prøvene kjøles ned ved romtemperatur i minst 15 min. før de lastes inn i BD Viper-instrumentet. 6

4. Se testprosedyren for testing av prøver og kontroller. 5. Etter forhåndsoppvarming kan prøver oppbevares i 7 dager ved 2 30 C eller i 180 dager ved -20 C uten ytterligere forhåndsoppvarming før testing på BD Viper System. TESTPROSEDYRE Se brukerhåndboken for BD Viper-instrumentet (bruk i ekstraksjonsmodus) for spesifikke anvisninger om bruk og vedlikehold av systemkomponentene. Det optimale miljøforholdet for CT Q x -analysen er 18 27 C og 20 85 % relativ luftfuktighet. KVALITETSKONTROLL Kvalitetskontroll må utføres i samsvar med gjeldende lokale og/eller nasjonale forskrifter eller godkjenningskrav og laboratoriets standardprosedyrer for kvalitetskontroll. Det anbefales at brukeren refererer til aktuelle CLSIretningslinjer og CLIA-regler for egnete kvalitetskontrollprosedyrer. Kontrollsettet for BD ProbeTec CT/GC Q x Amplified DNA Assays leveres separat. En positiv og en negativ kontroll må inkluderes i hver kjøring og for hvert nytt reagenspartinummer (lot). Kontroller må plasseres i henhold til brukerhåndboken for BD Viper-instrumentet. CT/GC Q x positiv kontroll vil kun overvåke for alvorlig svikt i reagensene. CT/GC Q x negativ kontroll overvåker for kontaminering av reagensene og/eller miljøet. Ytterligere kontroller kan testes i samsvar med retningslinjer eller krav fra lokale og/eller nasjonale forskrifter eller godkjenningsorganisasjoner. Se CLSI C24-A3 for mer rettledning om hensiktsmessig interne testmetoder for kvalitetskontroll. 14 Den positive kontrollen inneholder omtrent 2 400 kopier per ml av pctb4 og pgcint3 lineære plasmider. Oligonukleotidet for ekstraksjonskontroll (EC) brukes til å bekrefte gyldigheten av ekstraksjonsprosessen. EC tørkes i ekstraksjonsrørene og rehydreres av BD Viper System ved tilsetning av prøven og ekstraksjonsreagensene. På slutten av ekstraksjonsprosessen overvåkes EC-fluorescensen av instrumentet og en automatisert algoritme anvendes på både de EC- og C. trachomatis-spesifikke signalene for å rapportere prøveresultater som positive, negative eller EC-svikt. Generell kvalitetskontrollinformasjon for BD Viper System: Plasseringen til mikrobrønnene er vist i et fargekodet platelayoutskjermbilde på LCD-skjermen. Pluss-symbolet (+) inni mikrobrønnen angir den positive kvalitetskontrollprøven. Minus-symbolet ( ) inni mikrobrønnen angir den negative kvalitetskontrollprøven. Et kvalitetskontrollpar må loggføres for hvert reagenskitlotnummer og for hver plate som skal testes. Hvis kvalitetskontrollpar ikke er riktig loggført, vil det vises en meldingsboks som forhindrer lagring av racket og at kjøringen fortsettes før den er fullført. Maksimalt to kvalitetskontrollpar per rack er tillatt. Ytterligere kontrollmateriale kan legges til forutsatt at de er loggført som prøver. MERK: BD Viper System rehydrerer kontrollene mens analysen pågår. Forsøk ikke å hydrere analysekontrollene før de lastes inn i BD Viper Lysing Rack. Kjøre én plate på et BD Viper System: De to første posisjonene (A1 og B1) er reservert for henholdsvis de positive (A1) og negative (B1) kontrollene. Den første tilgjengelige posisjonen for en pasientprøve er C1. Kjøre to plater på et BD Viper System: For plate én, er de to første posisjonene (A1 og B1) reservert for henholdsvis de positive (A1) og negative (B1) kontrollene. Den første tilgjengelige posisjonen for en pasientprøve er C1. For plate to (full plate), er de to siste posisjonene (G12 og H12) reservert for henholdsvis de positive (G12) og negative (H12) kontrollene. For plate to (delvis plate) tilordnes de siste to posisjonene etter den siste pasientprøven automatisk som henholdsvis positive og negative kontroller. Tolkning av kvalitetskontrollresultater: CT/GC Q x positiv kontroll og CT/GC Q x negativ kontroll må teste som henholdsvis positiv og negativ for å oppnå pasientresultater. Hvis kontrollene ikke fungerer som forventet, anses kjøringen som ugyldig og pasientresultatene rapporteres ikke av instrumentet. Hvis noen av kontrollene ikke gir de forventede resultatene, må hele kjøringen gjentas med et nytt sett kontroller, nytt ekstraksjonsrør, nytt ekstraksjonsreagenskar, nytt lyseringskar og nye mikrobrønner. Hvis den gjentatte kvalitetskontrollen ikke gir de forventede resultatene, må du ta kontakt med den lokale BD-representanten. Hvis det C. trachomatis-spesifikke signalet er likt eller større enn en terskel på 125 maksimal relativ fluorescensenheter (MaxRFU), ignorerer algoritmen EC-fluorescensen. Hvis det C. trachomatis-spesifikke signalet er mindre enn en terskel på 125 MaxRFU, benytter algoritmen EC-fluorescensen i tolkningen av resultatet. Tabell 3: Tolkning av kvalitetskontrollresultater Kontrolltype Symbol for rapportering av rørresultat CT Q x MaxRFU Kvalitetskontroll-disposisjon CT Q x positiv kontroll OK 125 Kvalitetskontroll bestått CT Q x positiv kontroll <125 Kvalitetskontroll mislykket CT Q x positiv kontroll eller eller Enhver verdi Kvalitetskontroll mislykket CT Q x negativ kontroll OK <125 Kvalitetskontroll bestått CT Q x negativ kontroll 125 Kvalitetskontroll mislykket CT Q x negativ kontroll Enhver verdi Kvalitetskontroll mislykket eller eller eller Se tolkningen av testresultater for en beskrivelse av symbolene for rapportering av rørresultater. 7

TOLKNING AV TESTRESULTATER BD ProbeTec CT Q x Amplified DNA Assay bruker fluorescerende energioverføring som påvisningsmetode for å teste etter forekomsten av C. trachomatis i kliniske prøver. Alle beregninger utføres automatisk av BD Viper-programvaren. Tilstedeværelsen eller fraværet av DNA fra C. trachomatis fastslås ved å beregne toppfluorescensen (MaxRFU) i løpet av amplifiseringsprosessen og ved å sammenligne denne målingen med en forhåndsbestemt terskelverdi. Størrelsen på MaxRFU-verdien angir ikke organismenivået i prøven. Hvis det C. trachomatis-spesifikke signalet er likt eller større enn en terskel på 125 MaxRFU, ignorerer algoritmen EC-fluorescensen. Hvis det C. trachomatis-spesifikke signalet er mindre enn en terskel på 125 MaxRFU, benytter algoritmen EC-fluorescensen i tolkningen av resultatet. Hvis resultatene fra analysekontrollen ikke er som forventet, vil ikke pasientresultatene rapporteres. Se avsnittet Kvalitetskontroll for forventede kontrollverdier. Rapporterte resultater fastslås som følger. Tabell 4: Tolkning av testresultater for CT Q x -analysen Rørrapporteringsresultat CT Q x MaxRFU 125 Rapport Tolkning Resultat C. trachomatis-plasmid- DNA påvist av SDA. <125 C. trachomatis-plasmid- DNA ikke påvist av SDA. Positiv for C. trachomatis. C. trachomatis-organismens levedyktighet og/eller smitteevne kan ikke konkluderes siden mål-dna kan vedvare når levedyktige organismer ikke er til stede. Antatt negativ for C. trachomatis. Et negativt resultat utelukker ikke C. trachomatis-infeksjon siden resultatene avhenger av tilfredsstillende prøvetaking, fravær av hemmere og at det er nok DNA til stede til å påvises. <125 Ekstraksjonskontroll-svikt. Gjenta test fra innledende C. trachomatis, hvis til stede, kan ikke prøverør eller skaff en ny påvises. prøve til testing. Enhver verdi Enhver verdi Enhver verdi Ekstraksjonskontrollsvikt Ekstraksjonsoverføringssvikt. Gjenta C. trachomatis, hvis til stede, kan ikke test fra innledende påvises. prøverør eller skaff en ny prøve til testing. Væskenivåsvikt. Gjenta test fra innledende C. trachomatis, hvis til stede, kan ikke prøverør eller skaff en ny påvises. prøve til testing. Feil. Gjenta test fra innledende prøverør eller skaff en ny prøve til testing. C. trachomatis, hvis til stede, kan ikke påvises. Positiv Negativ Ekstraksjonsoverføringssvikt Væskenivåsvikt PRØVEBEHANDLINGSKONTROLLER Prøvebehandlingskontroller kan testes i henhold til kravene fra egnede godkjenningsorganisasjoner. En positiv prøvebehandlingskontroll tester hele analysesystemet. Til dette formål kan kjente positive prøver fungere som kontroller ved at de behandles og testes sammen med ukjente prøver. Prøver som er brukt som behandlingskontroller, må lagres, behandles og testes i samsvar med anvisningene i pakningsvedlegget. Hvis en kjent positiv prøve ikke er tilgjengelig, beskrives flere alternativer for kontroller til prøvebehandling nedenfor: ATCC Chlamydia trachomatis: Analyser en vekstkultur av C. trachomatis LGV2 (ATCC-nr. VR-902B) forberedt som beskrevet nedenfor: 1. Tin et glass med C. trachomatis LGV2- eller C. trachomatis serovar H-celler mottatt fra ATCC. 2. Gjør i stand 10x serielle fortynninger til 10 5 fortynning (minst 4 ml endelig volum) i fosfatbufret saltvann (PBS). 3. Hell 0,1 ml av en 10 5 fortynning i et rør med BD ProbeTec CT/GC Q x Swab Diluent og lukk godt med en svart kork som kan gjennomhulles. 4. Ved hjelp av rørlayoutrapporten, sett prøvebehandlingskontrollen(e) i riktig rekkefølge i BD Viper Lysing Rack og lås på plass. 5. Behandle kontrollene i henhold til forhåndsoppvarmingsprosedyren og følg deretter testprosedyren. Blackhawk AmpliTrol Chlamydia trachomatis og Neisseria gonorrhoeae: 1. Tin en flaske med Blackhawk AmpliTrol CT/GC. 2. Tilsett 100 µl Blackhawk AmpliTrol CT/GC til et rør for BD ProbeTec CT/GC Q x Swab Diluent og lukk godt med en svart kork som kan gjennomhulles. 3. Bland oppløsningen ved å vortexe eller snu den. 4. Ved hjelp av rørlayoutrapporten, sett prøvebehandlingskontrollen(e) i riktig rekkefølge i BD Viper Lysing Rack og lås på plass. 5. Behandle kontrollene i henhold til forhåndsoppvarmingsprosedyren og følg deretter testprosedyren. Feil 8

OVERVÅKNING AV FOREKOMST AV DNA-KONTAMINERING Minst en gang i måneden skal følgende testprosedyre gjennomføres for å overvåke arbeidsplassen og utstyret med henblikk på forekomst av DNA-kontaminering. Miljøovervåkning er avgjørende for å påvise kontaminering før det utvikler seg til et problem. 1. For hvert område som skal testes, må det brukes en ren prøvetakingspensel fra prøvetakingskitet for endocervix hos kvinner for BD ProbeTec CT/GC Q x Amplified DNA Assays. 2. Dypp prøvepenselen i røret med BD ProbeTec CT/GC Q x Swab Diluent, og pensle det første området* med en bred, feiende bevegelse. 3. Sett prøvepenselen helt inn i røret med CT/GC Q x Swab Diluent. 4. Brekk skaftet på penselen ved merket. Utvis varsomhet for å unngå sprut. 5. Lukk godt med den svarte korken som kan gjennomhulles. 6. Gjenta for hvert område man vil teste. 7. Når alle penselprøver er tatt og utklemt i diluent, må du behandle dem i henhold til forhåndsoppvarmingsprosedyren og deretter følge testprosedyren. * Anbefalte områder å teste omfatter: Instrumentdekk: Deksler for pipettespisstasjon (2), rørbehandlingsstasjon: Rørinnrettingsblokk og fast metallbase, dekkavfallsområde, Priming & Warming Heaters/Stage, ekstraksjonsblokk, plateforseglingsverktøy, spissutvekslingsstasjoner (2). Instrumentets utside: Øvre dørhåndtak, nedre dørhåndtak, rask utslippsventil for avfallsvæske, LCD-skjerm (berøringsskjerm), tastatur/skanner, transittområde, låseplate og fast metallbase. Ekstrautstyr: Rørlåsedeksel, BD Viper Lysing Rack/bordbase, BD Viper Lysing Heater, mikrobrønnplater av metall, tidstaker, laboratoriebenkeflater. Hvis et område gir et positivt resultat eller hvis kontaminering mistenkes, må området rengjøres med 1 % (v/v) natriumhypokloritt, DNA AWAY eller 3 % (w/v) hydrogenperoksid. (Ikke bruk hydrogenperoksid fra en flaske som har vært åpen i mer enn 8 dager). Sørg for at hele området vætes med oppløsningen, og la den forbli på overflaten i minst 2 minutter, eller til den er tørr. Om nødvendig, skal du fjerne overflødig rengjøringsoppløsning med et rent håndkle. Tørk av området med et rent håndkle dyppet i vann, og la overflaten tørke. Test området på nytt. Gjenta rengjøringsprosessen inntil et negativt resultat oppnås. Hvis kontamineringen ikke forsvinner, skal du kontakte den lokale BD-representanten for ytterligere informasjon. PROSEDYRENS BEGRENSNINGER 1. Denne metoden er bare testet med endocervikale og vaginale penselprøver, penselprøver fra urinrør hos menn og urinprøver fra kvinner og menn. Resultater med andre prøvetyper er ikke vurdert. 2. Optimale testresultater forutsetter adekvat prøveinnsamling og -håndtering. Se avsnittet Prøvetaking og transport i dette vedlegget. 3. Om endocervikale prøver er adekvate, kan bare vurderes ved mikroskopisk visualisering av sylinderepitelceller i prøven. 4. Prøvetaking og testing av urinprøver med BD ProbeTec CT Q x Amplified DNA Assay er ikke ment å erstatte cervixundersøkelse og endocervikal prøvetaking for diagnose av urogenitale infeksjoner. Cervisitt, uretritt, urinveisinfeksjon og vaginale infeksjoner kan komme av andre årsaker og samtidige infeksjoner kan forekomme. 5. BD ProbeTec CT Q x Amplified DNA Assay for urinprøvetesting hos menn og kvinner skal gjøres på den første delen av urinen (de første 20 60 ml av urinstrømmen). 6. Effekten av andre potensielle variabler som vaginal utflod, bruk av tamponger, skylling eller prøvetakingsvariabler er ikke fastslått. 7. Et negativt resultat utelukker ikke muligheten for infeksjon fordi testresultatene kan påvirkes av feil prøvetakingsprosedyre, teknisk feil, forbytting av prøver, samtidig antibiotikabehandling eller antallet organismer i prøven kan være under prøvens sensitivitet. 8. Som med mange diagnostiske tester skal resultatene av BD ProbeTec CT Q x Amplified DNA Assay tolkes i sammenheng med andre laboratoriemessige og kliniske data som er tilgjengelige for legen. 9. BD ProbeTec CT Q x Amplified DNA Assay påviser ikke plasmidfrie varianter av C. trachomatis. 10. BD ProbeTec CT Q x Amplified DNA Assay skal ikke brukes til vurdering av mistenkte seksuelle overgrep eller andre rettsmedisinske indikasjoner. Ytterligere testing anbefales i alle tilfeller hvor falske positive eller falske negative resultater kan føre til uheldige medisinske, sosiale eller psykologiske konsekvenser. 11. BD ProbeTec CT Q x Amplified DNA Assay kan ikke brukes til å vurdere om behandlingen er vellykket eller mislykket siden nukleinsyrer fra C. trachomatis kan vedvare etter antimikrobiell behandling. 12. BD ProbeTec CT Q x Amplified DNA Assay gir kvalitative resultater. Ingen korrelasjon kan trekkes mellom størrelsen på det positive analysesignalet (MaxRFU) og antallet celler i en infisert prøve. 13. Den prediktive verdien av en analyse avhenger av prevalensen av sykdommen i en bestemt befolkning. Se Tabell 5 for hypotetiske prediktive verdier ved testing av forskjellige populasjoner. 14. Siden den positive kontrollen for BD ProbeTec CT/GC Q x Amplified DNA Assays brukes ved testing for både C. trachomatis og N. gonorrhoeae, er riktig posisjonering av mikrobrønnstripsene viktig for rapporteringen av sluttresultater. 15. Bruk av BD ProbeTec CT Q x Amplified DNA Assay skal begrenses til personale som har opplæring i analyseprosedyrene og BD Viper System. 16. Reproduserbarheten til BD ProbeTec CT Q x Amplified DNA Assay ble etablert ved hjelp av inokulerte simulerte penselprøver og inokulert CT/GC Q x -penselprøve for å simulere urinprøver. Disse prøvene ble inokulert med enten kun C. trachomatis eller C. trachomatis pluss N. gonorrhoeae. 17. Resultatene er ikke fastslått for urinprøver i Q x UPT når andre oppfyllingsvolumer enn de som faller innenfor de sorte linjene i oppfyllingsvinduet (omtrent 2,0 ml til 3,0 ml) brukes. 18. Resultatene til BD ProbeTec CT Q x Amplified DNA Assay på BD Viper System i ekstraksjonsmodus med penselprøver ble evaluert for interferens fra blod, gynekologiske smøremidler og sæddrepende midler. Ytelsen med urinprøver 9

ble evaluert for interferens fra blod og vanlige reseptfrie smertestillende midler. Ingen interferens ble observert med noen av substansene ved de testede konsentrasjonene. 19. Den pasientinnsamlede vaginale penselprøven er et alternativ for screening av kvinner når en bekkenundersøkelse ellers ikke er indisert. 20. Bruk av den pasientinnsamlede vaginale penselprøven er begrenset til helseinstitusjoner der støtte/rådgivning er tilgjengelig for å forklare prosedyrer og forholdsregler. 21. BD ProbeTec CT Q x Amplified DNA Assay er ikke validert for vaginale penselprøver som er tatt av pasienter hjemme. 22. Ytelsen av vaginale penselprøver er ikke evaluert hos pasienter på under 17 år. 23. Analyseegenskapene for vaginale penselprøver er ikke evaluert hos gravide kvinner. FORVENTEDE RESULTATER MERK: I avsnittet Tolkning av tabeller (på slutten av vedlegget) finner du en forklaring av symboler og forkortelser brukt i tabellene. A. Prevalens Prevalensen av positive C. trachomatis-prøver i pasientbefolkninger avhenger av: klinikktype, alder, risikofaktorer, kjønn og testmetode. Den observerte prevalensen med CT Q x -analysen under en klinisk multisenterstudie strakte seg fra 8,5 % til 18,3 % for prøver fra kvinner og 0 % til 24,1 % for prøver fra menn (tabell 9). B. Positiv og negativ prediktiv verdi Hypotetiske positive og negative prediktive verdier (PPV og NPV) for CT Q x -analysen vises i tabell 5. Disse beregningene er basert på hypotetisk prevalens og samlet sensitivitet og spesifisitet (sammenlignet med pasientens infeksjonsstatus) på henholdsvis 94,5 % og 98,9 %. I tillegg vises PPV og NPV basert på faktisk prevalens, sensitivitet og spesifisitet, i tabell 8 og 9. PPV ble beregnet ved hjelp av: (Sensitivitet x Prevalens) / (Sensitivitet x Prevalens + [1 - Spesifisitet] x [1 - Prevalens]). NPV ble beregnet ved hjelp av: (Spesifisitet x [1 - Prevalens]) / ([1-Sensitivitet] x Prevalens + Spesifisitet x [1-Prevalens]). Tabell 5: CT hypotetisk positive og negative prediktive verdier sammenlignet med pasientens infeksjonsstatus. Prevalens (%) Sensitivitet (%) Spesifisitet (%) PPV (%) NPV (%) 2 94,5 98,9 64,1 99,9 5 94,5 98,9 82,1 99,7 10 94,5 98,9 90,7 99,4 20 94,5 98,9 95,6 98,6 30 94,5 98,9 97,4 97,7 40 94,5 98,9 98,3 96,4 50 94,5 98,9 98,9 94,7 10

C. MaxRFU-frekvensdistribusjon Totalt 5 388 CT Q x -analyseresultater ble evaluert ved sju geografisk ulike kliniske steder. En frekvensdistribusjon for de innledende MaxRFU-verdiene for CT Q x -analysen vises i figur A. Distribusjonen av MaxRFU-verdier fra CT Q x sanne positive, sanne negative, falske positive og falske negative prøver (dvs. fra prøvene som ga resultater som ikke stemte overens med pasientens infeksjonsstatus [PIS]) vises i tabell 6. Figur A: Frekvensdistribusjon av MaxRFU for CT Q x -analysen Frekvens 11

Tabell 6: CT Q x MaxRFU-områder for falske negative, falske positive, sanne negative og sanne positive resultater MaxRFUområde 0 49 50 99 100 124 125 149 150 199 200 249 250 349 350 499 500 799 800 n 4 590 26 1 1 3 3 0 5 4 755 FN FP TN TP FNU 8 0 0 FS 10 0 0 FUPT 8 0 0 FV 4 0 0 MNU 2 0 0 MS 8 0 0 MUPT 2 0 0 Totalt 42 0 0 FNU 0 1 0 0 0 0 4 FS 0 0 0 0 2 2 11 FUPT 0 0 2 0 0 0 5 FV 0 1 0 0 0 0 6 MNU 0 0 0 0 0 1 2 MS 0 1 0 0 0 0 5 MUPT 1 0 1 0 0 0 5 Totalt 1 3 3 0 2 3 38 FNU 868 5 0 FS 857 6 0 FUPT 866 5 0 FV 866 4 1 MNU 368 0 0 MS 364 1 0 MUPT 359 5 0 Totalt 4 548 26 1 FNU 0 0 0 0 2 1 104 FS 0 0 0 0 1 0 104 FUPT 0 0 0 0 0 0 107 FV 0 0 0 0 0 0 111 MNU 0 0 0 0 0 0 99 MS 0 0 0 0 0 0 93 MUPT 0 0 0 0 0 0 99 Totalt 0 0 0 0 3 1 717 D. Kontroller Under den kliniske evalueringen oppstod det ingen feil under den positive CT Q x -kontrollen i 253 CT Q x -platekjøringer. For negative CT Q x -kontrollen ble det observert en feil i 1 av 253 CT Q x -platekjøringer. MaxRFU-verdiene observert i kliniske forsøk under positive og negative CT/GC Q x -kontroller, vises i tabell 7. Tabell 7: Distribusjon av MaxRFU-resultater for positive og negative CT Q x -analysekontroller 12 MaxRFU Kontroll n Område 5. persentil Gj.snitt Median 95. persentil CT Q x negativ kontroll 252 0 41 0,0 0,7 0,0 4,3 CT Q x positiv kontroll 253 629 2 378 1 597,7 1 939,4 1 968,8 2 184,0 EGENSKAPER VED UTFØRELSEN Klinikerinnsamlede endocervikale og mannlige uretrale penselprøver, pasientinnsamlede vaginale penselprøver (i en klinisk sammenheng) samt Q x UPT-prøver og ferske urinprøver ble samlet inn fra 1059 kvinnelige pasienter og 479 mannlige pasienter som gikk til klinikker for OB/GYN, seksuelt overførte sykdommer og familieplanlegging ved

sju geografisk ulike kliniske steder i Nord-Amerika. Pasienter ble klassifisert som symptomatiske hvis de rapporterte symptomer som dysuri, uretral utflod, smerter/vanskeligheter/blødning ved samleie, smerter i testikler eller scrotum, unormal vaginal utflod eller smerter i bekken/livmor/eggledere. Pasienter ble klassifisert som asymptomatiske hvis de ikke rapporterte symptomer. Sekstifem kvinnelige pasienter og sju mannlige pasienter ble ekskludert fra dataanalysen på grunn av overtrådte alderskrav, antibiotikabehandling i de siste 21 dagene, valgfri uttrekking av studien etter innledende samtykke, manglende levering av både penselprøve og urinprøve, urinvolum mindre enn 20 ml eller feil ved transport og oppbevaring vedrørende prøveinnsamling. Den endelige dataanalysen omfattet derfor 994 samtykkende kvinnelige pasienter og 472 samtykkende mannlige pasienter. Fem prøver ble tatt fra hver av de 994 kvalifiserte kvinnelige pasientene. En urinprøve ble tatt og delt inn i Q x UPT, fersk urin og de to prøvetakingsinnretningene for referanseurin, etterfulgt av en vaginal penselprøve og tre randomiserte endocervikale penselprøver. Opptil fire prøver ble tatt fra hver av de 472 kvalifiserte mannlige pasientene. Opptil tre randomiserte uretrale penselprøver ble tatt, etterfulgt av en urinprøve som ble delt inn i Q x UPT, fersk urin og de to prøvetakingsinnretningene for referanseurin. BD ProbeTec CT Q x -analyseresultater ble generert fra Q x UPT-prøvene og de ferske urinprøvene, den vaginale penselprøven, én endocervikal penselprøve og én mannlig, uretral penselprøve. De to gjenværende endocervikale penselprøvene, opptil to uretrale penselprøver fra menn og de to referanseurinprøvene for hver mannlige og kvinnelige pasient ble testet ved hjelp av to referansemetoder: BD ProbeTec ET CT/AC-analysen og en annen kommersielt tilgjengelig NAAT (nukleinsyreamplifiseringstest). Prøvetesting ble utført enten ved prøvetakingsstedet eller ved et anvist BD Viperteststed. Alle utførelsesberegninger var basert på det totale antallet BD ProbeTec CT Q x -analyseresultater for endocervikale og vaginale penselprøver, uretrale penselprøver fra menn og Q x UPT-prøver og ferske urinprøver fra menn og kvinner sammenlignet med algoritmen for pasientens infeksjonsstatus (PIS) for hvert kjønn. I algoritmen ble angivelsen av en pasient som enten infisert med CT eller ikke, basert på resultater fra endocervikale penselprøver og urinprøver fra den kommersielt tilgjengelige BD ProbeTec ET CT/AC-analysen og den andre kommersielt tilgjengelige NAAT. Pasienter ble ansett å være infisert med CT hvis to av de fire endocervikale penselprøvene og urinprøvene (eller to av de tre eller fire uretrale penselprøvene og urinprøvene) testet positivt i BD ProbeTec ET CT/AC-analysen og de andre referanse-naat-resultatene (én prøve testet positiv i hver NAAT). Pasienter ble ansett å ikke være infisert hvis mindre enn to referanse-naat-resultater var positive. Totalt 5 388 BD ProbeTec CT Q x -analyseresultater ble brukt til å beregne sensitivitet og spesifisitet. Sensitivitet og spesifisitet etter prøvetype og symptomatisk status presenteres i tabell 8. Egenskaper ved analyseutførelse med endocervikale penselprøver, pasientinnsamlede vaginale penselprøver (i en klinisk sammenheng), UPT fra kvinner og fersk urin ble evaluert i den kliniske studien. Separate egenskaper ved analyseutførelse ble beregnet for prøver tatt fra gravide kvinner. For det sistnevnte var sensitivitet sammenlignet med pasientens infeksjonsstatus for FS 62,5 % (5/8): testen og referanse-naat-penselprøvene var negative; testen og referanse-naat-urinprøvene var positive og ga et PIS-positivt resultat. FV-sensitivitet var 75 % (6/8): testen og referanse-naat-penselprøvene var negative; testen og referanse-naat-urinprøvene var positive og ga et PIS-positivt resultat. FNU- og FUPT-sensitivitet var 100 % (8/8). Spesifisitet var 94,7 % (18/19) for FS, FV, FNU og FUPT hver for seg. Tabell 10 og 11 oppsummerer antallet resultater fra symptomatiske og asymptomatiske pasienter angitt som infiserte eller ikke-infiserte med CT i henhold til PIS-algoritmen. 13

Tabell 8: Vurdering av CT Q x -analysen sammenlignet med pasientens infeksjonsstatus (etter prøvetype og symptomatisk status) Prøvetype Symptomatisk status n Sensitivitet 95% C.I. Spesifisitet 95% C.I. PPV% NPV% FS A 450 93,0% (53/57) (83,0% 98,1%) S 543 89,7% (52/58) (78,8% 96,1%) Totalt 993 91,3% (105/115) 1 (84,6% 95,8%) FV A 449 98,2% (56/57) (90,6% 100,0%) S 544 94,8% (55/58) (85,6% 98,9%) Totalt 993 2 96,5% (111/115) (91,3% 99,0%) FNU A 450 93,0% (53/57) (83,0% 98,1%) S 543 93,1% (54/58) (83,3% 98,1%) Totalt 993 3 93,0% (107/115) 4 (86,8% 96,9%) FUPT A 450 S 543 94,7% (54/57) 91,4% (53/58) (85,4% 98,9%) (81,0% 97,1%) Totalt 993 5 93,0% (107/115) 6 (86,8% - 96,9%) MS A 215 88,6% (31/35) (73,3% 96,8%) S 257 93,9% (62/66) (85,2% 98,3%) Totalt 472 92,1% (93/101) (85,0% 96,5%) MNU A 215 100,0% (35/35) (90,0% 100,0%) S 257 97,0% (64/66) (89,5% 99,6%) Totalt 472 98,0% (99/101) (93,0% 99,8%) MUPT A 215 100,0% (35/35) (90,0% 100,0%) S 257 97,0% (64/66) (89,5% 99,6%) Totalt 472 98,0% (99/101) (93,0% 99,8%) Totalt 5 388 94,5% (721/763) (92,6% 96,0%) 98,0% (385/393) 98,6% (478/485) 98,3% (863/878) 99,5% (390/392) 99,0% (481/486) 99,2% (871/878) 100,0% (393/393) 99,0% (480/485) 99,4% (873/878) 99,5% (391/393) 99,0% (480/485) 99,2% (871/878) 98,9% (178/180) 97,9% (187/191) 98,4% (365/371) 98,9% (178/180) 99,5% (190/191) 99,2% (368/371) 98,9% (178/180) 97,4% (186/191) 98,1% (364/371) 98,9% (4 575/4 625) Feil initial/ endelig (96,0% 99,1%) 86,9 99,0 2/0 (97,0% 99,4%) 88,1 98,8 1/1 (97,2% 99,0%) 87,5 98,9 3/1 (98,2% 99,9%) 96,6 99,7 0/0 (97,6% 99,7%) 91,7 99,4 0/0 (98,4% 99,7%) 94,1 99,5 0/0 (99,1% 100,0%) 100,0 99,0 0/0 (97,6% 99,7%) 91,5 99,2 0/0 (98,7% 99,8%) 95,5 99,1 0/0 (98,2% 99,9%) 96,4 99,2 0/0 (97,6% 99,7%) 91,4 99,0 0/0 (98,4% 99,7%) 93,9 99,1 0/0 (96,0% 99,9%) 93,9 97,8 1/0 (94,7% 99,4%) 93,9 97,9 1/0 (96,5% 99,4%) 93,9 97,9 2/0 (96,0% 99,9%) 94,6 100,0 0/0 (97,1% 100,0%) 98,5 99,0 0/0 (97,7% 99,8%) 97,1 99,5 0/0 (96,0% 99,9%) 94,6 100,0 0/0 (94,0% 99,1%) 92,8 98,9 0/0 (96,2% 99,2%) 93,4 99,5 0/0 (98,6% 99,2%) 93,5 99,1 5/1 7 Merk! For kvinnelige pasienter er infeksjoner i endocervix eller urinrør rapportert i litteraturen (16 20). Analyser ble utført på endocervikale penselprøver og UPT og ferske urinprøver fra kvinner for videre å karakterisere de ti negative endocervikale penselprøvene fra kvinner (105/115) og de åtte negative UPT-prøvene og ferske urinprøvene fra kvinner (107/115). Av de 115 kvinnelige pasientene definert som positive av PIS-algoritmen, hadde ti infeksjoner i urinrør som indikert av urinreferanseresultatet (dvs. BD ProbeTec ET CT/AC-analyse og andre NAAT endocervikale penselprøver var negative, BD ProbeTec ET CT/AC-analyse og andre NAAT-urinprøver var positive). BD ProbeTec CT Q x -analysen var negativ for ni av de ti endocervikale penselprøvene fra disse pasientene. Av de 115 kvinnelige pasientene definert som positive av PIS-algoritmen, hadde tre infeksjoner i endovervix som indikert av det endocervikale referanseresultatet (dvs. BD ProbeTec ET CT/AC-analyse og andre NAATurinprøver var negative, BD ProbeTec ET CT/AC-analyse og andre NAAT endocervikale penselprøver var positive). BD ProbeTec CT Q x -analysen var negativ for UPT og fersk urin for disse tre pasientene. 1 Ti av de 115 endocervikale penselprøvene som var positive med PIS, var positive i kun referanseurin-naat-ene. 2 Av de 994 kvinnelige pasientene innmeldt i studien, unnlot én pasient å gi en vaginal penselprøve. 3 Av de 994 kvinnelige pasientene innmeldt i studien, ble én fersk urinprøve ekskludert for ikke å oppfylle kriteriene for oppbevaring av urinprøver. 4 Tre av de 115 ferske urinprøvene som var positive med PIS, var positive i kun referansepenselprøve-naat-ene. 14

5 Av de 994 kvinnelige pasientene innmeldt i studien, ble én Q x UPT-urinprøve ekskludert for ikke å oppfylle kriteriene for oppbevaring av urinprøver. 6 Tre av de 115 Q x UPT-urinprøvene som var positive med PIS, var positive i kun referansepenselprøve-naat-ene. 7 Tre væskenivåfeil og to tilfeller av ekstraksjonskontrollsvikt ble generert. Fire viste seg å være negative og ble inkludert i beregningen av sensitivitet og spesifisitet. Én væskenivåfeil kunne ikke løses, og ble ikke inkludert i beregningen av sensitivitet og spesifisitet. Tabell 9: Vurdering av CT Q x -analysen sammenlignet med pasientens infeksjonsstatus (etter klinisk sted) Prøvetype FS 8 FV 9 FNU 10 FUPT 11 Klinisk sted Prevalens 1 16,1 % 155 2 11,0 % 155 n Sensitivitet 95 % CI Spesifisitet 95 % CI 96,0 % (24/25) 88,2 % (15/17) (79,6 % 99,9 %) (63,6 % 98,5 %) 3 12,3 % 73 88,9 % (8/9) (51,8 % 99,7 %) 4 18,1 % 105 89,5 % (17/19) (66,9 % 98,7 %) 5 10,0 % 70 (7/7) (59,0 % ) 6 8,5 % 365 90,3 % (28/31) (74,2 % 98,0 %) 7 10,0 % 70 85,7 % (6/7) (42,1 % 99,6 %) 1 16,1 % 155 2 11,0 % 155 (25/25) (17/17) (86,3 % ) (80,5 % ) 3 12,3 % 73 77,8 % (7/9) (40,0 % 97,2 %) 4 18,1 % 105 94,7 % (18/19) (74,0 % 99,9 %) 5 10,0 % 70 (7/7) (59,0 % ) 6 8,5 % 365 96,8 % (30/31) (83,3 % 99,9 %) 7 10,0 % 70 (7/7) (59,0 % ) 1 16,1 % 155 2 11,0 % 155 92,0 % (23/25) 82,4 % (14/17) (74,0 % 99,0 %) (56,6 % 96,2 %) 3 12,3 % 73 88,9 % (8/9) (51,8 % 99,7 %) 4 18,3 % 104 (19/19) (82,4 % ) 5 10,0 % 70 (7/7) (59,0 % ) 6 8,5 % 366 93,5 % (29/31) (78,6 % 99,2 %) 7 10,0 % 70 (7/7) (59,0 % ) 1 16,1 % 155 2 11,0 % 155 96,0 % (24/25) 82,4 % (14/17) (79,6 % 99,9 %) (56,6 % 96,2 %) 3 12,3 % 73 88,9 % (8/9) (51,8 % 99,7 %) 4 18,3 % 104 (19/19) (82,4 % ) 5 10,0 % 70 (7/7) (59,0 % ) 6 8,5 % 366 93,5 % (29/31) (78,6 % 99,2 %) 7 10,0 % 70 85,7 % (6/7) (42,1 % 99,6 %) 15 96,2 % (125/130) 98,6 % (136/138) (64/64) (86/86) 96,8 % (61/63) 98,5 % (329/334) 98,4 % (62/63) 97,7 % (127/130) 99,3 % (137/138) (64/64) (86/86) 96,8 % (61/63) (334/334) 98,4 % (62/63) 97,7 % (127/130) (138/138) (64/64) 97,6 % (83/85) (63/63) (335/335) (63/63) 97,7 % (127/130) 99,3 % (137/138) (64/64) (85/85) (63/63) 99,4 % (333/335) 98,4 % (62/63) Ant. CT (+) og GC (+) PPV % NPV % (91,3 % 98,7 %) 5 82,8 % 99,2 % (94,9 % 99,8 %) 6 88,2 % 98,6 % (94,4 % ) 2 98,5 % (95,8 % ) 6 97,7 % (89,0 % 99,6 %) 0 77,8 % (96,5 % 99,5 %) 3 84,8 % 99,1 % (91,5 % ) 0 85,7 % 98,4 % (93,4 % 99,5 %) 5 89,3 % (96,0 % ) 6 94,4 % (94,4 % ) 2 97,0 % (95,8 % ) 6 98,9 % (89,0 % 99,6 %) 0 77,8 % (98,9 % ) 3 99,7 % (91,5 % ) 0 87,5 % (93,4 % 99,5 %) 5 88,5 % 98,4 % (97,4 % ) 6 97,9 % (94,4 % ) 2 98,5 % (91,8 % 99,7 %) 6 90,5 % (94,3 % ) 0 (98,9 % ) 3 99,4 % (94,3 % ) 0 (93,4 % 99,5 %) 5 88,9 % 99,2 % (96,0 % ) 6 93,3 % 97,9 % (94,4 % ) 2 98,5 % (95,8 % ) 6 (94,3 % ) 0 (97,9 % 99,9 %) 3 93,5 % 99,4 % (91,5 % ) 0 85,7 % 98,4 % fortsatt

Prøvetype MS 12 MNU 13 MUPT 14 Klinisk sted Prevalens 1 24,1 % 203 2 22,4 % 76 4 23,8 % 101 5 15,5 % 71 n Sensitivitet 95 % CI Spesifisitet 95 % CI 87,8 % (43/49) (17/17) 95,8 % (23/24) 90,9 % (10/11) (75,2 % 95,4 %) (80,5 % ) (78,9 % 99,9 %) (58,7 % 99,8 %) 7 0,0 % 21 IA IA 1 24,1 % 203 2 22,4 % 76 4 23,8 % 101 5 15,5 % 71 98,0 % (48/49) (17/17) 95,8 % (23/24) (11/11) (89,1 % 99,9 %) (80,5 % ) (78,9 % 99,9 %) (71,5 % ) 7 0,0 % 21 IA IA 1 24,1 % 203 2 22,4 % 76 4 23,8 % 101 5 15,5 % 71 98,0 % (48/49) (17/17) 95,8 % (23/24) (11/11) (89,1 % 99,9 %) (80,5 % ) (78,9 % 99,9 %) (71,5 % ) 7 0,0 % 21 IA IA 98,1 % (151/154) 98,3 % (58/59) (77/77) 96,7 % (58/60) (21/21) 99,4 % (153/154) (59/59) 98,7 % (76/77) 98,3 % (59/60) (21/21) 98,1 % (151/154) 96,6 % (57/59) 98,7 % (76/77) 98,3 % (59/60) (21/21) 8 22 av de 115 FS PIS-positive pasientene var samtidig infisert med GC. 9 22 av de 115 FV PIS-positive pasientene var samtidig infisert med GC. 10 22 av de 115 FNU-positive pasientene var samtidig infisert med GC. 11 22 av de 115 FUPT-positive pasientene var samtidig infisert med GC. 12 33 av de 101 MS-positive pasientene var samtidig infisert med GC. 13 33 av de 101 MNU-positive pasientene var samtidig infisert med GC. 14 33 av de 101 MUPT-positive resultatene var samtidig infisert med GC. Ant. CT (+) og GC (+) PPV % NPV % (94,4 % 99,6 %) 9 93,5 % 96,2 % (90,9 % ) 10 94,4 % (95,3 % ) 11 98,7 % (88,5 % 99,6 %) 3 83,3 % 98,3 % (83,9 % ) 0 IA IA (96,4 % ) 9 98,0 % 99,4 % (93,9 % ) 10 (93,0 % ) 11 95,8 % 98,7 % (91,1 % ) 3 91,7 % (83,9 % ) 0 IA IA (94,4 % 99,6 %) 9 94,1 % 99,3 % (88,3 % 99,6 %) 10 89,5 % (93,0 % ) 11 95,8 % 98,7 % (91,1 % ) 3 91,7 % (83,9 % ) 0 IA IA 16

Tabell 10: Analyse av CT-positive/negative prøver fra kvinnelige pasienter basert på pasientens infeksjonsstatus PIS CT + Endocervikal penselprøve NAAT 1 NAAT 2 BD ProbeTec CT Q x Amplified DNA Assay Urin Endocervikal Penselprøve Urin Q x endocervikal penselprøve Q x vaginal penselprøve Fersk urin Q x UPTurin Symptomatisk status A S Totalt + + + + 0 2 2 + + + 1 0 1 + + + + + 2 4 6 + + + + + 1 0 1 + + + + + + 1 0 1 + + + + + + + 1 3 4 + IA + + + + + + 0 1 1 + + + + 1 2 3 + + + + 0 1 1 + + + + + 0 1 1 + + + + + + 1 0 1 + + + + + + 1 0 1 + + + + + + + 0 2 2 + + + + + + + 1 0 1 + + + + + + + 1 0 1 + + + + + + + 0 1 1 + + + + + + + + 46 41 87 Totalt PIS- positive 57 58 115 IA 11 2 13 IA + 1 0 1 IA IA IA 0 1 1 IA 1 0 1 I 5 1 6 IA 1 2 3 LE 0 1 1 IA 1 0 1 362 456 818 + 1 2 3 + 0 2 2 + 0 1 1 + 6 2 8 + 0 4 4 + + + 0 1 1 + 1 3 4 + + + 1 0 1 + + 1 1 2 + + + 1 0 1 + + + 0 1 1 + + + + + 0 1 1 + + + + + + 0 1 1 + 0 1 1 + 0 2 2 + + + + + + 0 1 1 Totalt PIS-negative 393 486 879 I = ubestemt LE = væskenivåfeil 17

Tabell 11: Analyse av CT-positive/negative prøver fra mannlige pasienter basert på pasientens infeksjonsstatus PIS CT + Uretral penselprøve NAAT 1 NAAT 2 Urin Uretral penselprøve Urin BD ProbeTec CT Q x Amplified DNA Assay Q x uretral pensel-prøve Fersk urin Qx UPTurin Symptomatisk status A S Totalt IA + + + + + + 0 6 6 + + + + 3 2 5 + + 0 1 1 + + + + + + 1 4 5 + + + + + 0 1 1 + + + + 0 1 1 + + IA + + + + 2 5 7 + + + + + + 0 1 1 + + + + + + 0 1 1 + + + + + + 1 0 1 + + + + + + + 28 44 72 Totalt PIS-positive 35 66 101 IA 4 12 16 IA + 0 1 1 I IA 1 0 1 I 4 1 5 IA 10 20 30 157 146 303 + 0 2 2 + 0 2 2 + + 0 1 1 + 0 3 3 + 1 1 2 + + 0 1 1 + + + + 1 0 1 + + + + 0 1 1 + 1 0 1 + + IA + + + 1 0 1 Totalt PIS-negative 180 191 371 18

Analytisk sensitivitet for CT Q x -analysen: Påvisningsgrensene (LOD-ene) for CT Q x -analysen med C. trachomatis serovar H i urin- og penselprøver som er ekstrahert på BD Viper-systemet, ble fastslått å være < 15 CT-elementærpartikler (EB) per ml for fersk urin og Q x UPT-urin og < 30 CT EB per ml for utklemte vaginale og endocervikale penselprøver. En korrelasjon av EB til inklusjondannende enheter (IFU) antyder at LOD-er for CT Q x -analysen med serovar H i urin og penselprøver tilsvarer < 1 IFU per ml. 20 CT Qx-analysen på BD Viper System i ekstrahert modus klarte å påvise 16 isolater som representerte 15 CTserovarer (A, B, Ba, C, D, E (2), F, G, H, I, J, K, LGV1, LGV2 og LGV3), med en 95 % positiv andel ved en konsentrasjon på 15 EB per ml i CT/GC Q x Swab Diluent. *Testing med CT-serovar E inkluderte nvct-stammen, en ny variant med en strykning i det kryptiske plasmidet. 21 Analytisk spesifisitet for CT Q x -analysen: DNA fra 141 organismer oppført i tabell 12 ble ekstrahert på BD Viper-systemet og testet med BD ProbeTec CT Q x Amplified DNA Assay. Alle mulige kryssreaktive arter ble testet ved 1x10 8 celler/ml bortsett fra der det er angitt. CT Q x -analysen kryssreagerte ikke med noen av de testede organismene. Tabell 12: Mulige kryssreagerende mikroorganismer Acinetobacter calcoaceticus Epstein Barr-virus*** Peptostreptococcus productus Neisseria elongata subsp. nitroreduscens (2) Acinetobacter lwoffi Escherichia coli Plesiomonas shigelloides Neisseria elongata Actinomyces israelii Flavobacterium meningosepticum Propionibacterium acnes Neisseria flava (4) Adenovirus*** Gardnerella vaginalis Providencia stuartii Neisseria flavescens (4) Aeromonas hydrophilia Gemella haemolysans Pseudomonas aeruginosa Neisseria gonorrhoeae Alcaligenes faecalis* Haemophilus influenzae Salmonella minnesota Neisseria lactamica (7) Bacillus subtilis* Herpes Simplex-virus ** Salmonella typhimurium Neisseria meningitidis (12) Bacteroides fragilis Humant papillomavirus (16 og 18)*** Staphylococcus aureus Neisseria mucosa (5) Candida albicans* Kingella kingae Staphylococcus epidermidis Neisseria perflava (8) Candida glabrata* Klebsiella pneumoniae Streptococcus agalactiae Neisseria polysaccharea (2) Candida tropicalis* Lactobacillus acidophilus* Streptococcus mitis Neisseria sicca (5) Chlamydia pneumoniae**** Lactobacillus brevis Streptococcus mutans Neisseria subflava (15) Chlamydia psittaci* Lactobacillus jensenii* Streptococcus pneumoniae* Neisseria weaverii (3) Citrobacter freundii Listeria monocytogenes Streptococcus pyogenes Clostridium perfringens Mobiluncus mulieris Streptomyces griseus** Corynebacterium renale Moraxella lacunata* Trichomonas vaginalis** Cryptococcus neoformans* Moraxella osloensis Veillonella parvula Cytomegalovirus** Morganella morganii Vibrio parahaemolyticus Edwardsiella tarda Mycobacterium gordonae Yersinia enterocolitica Enterobacter cloacae Mycobacterium smegmatis Branhamella catarrhalis (5) Enterococcus faecalis Peptostreptococcus anaerobius Neisseria cinerea (2) Enterococcus faecium Peptostreptococcus asaccharolyticus Neisseria elongata subsp. glycolytica (n) antallet stammer testet i BD ProbeTec CT Q x -analysen * Testet ved > 1x10 7 celler eller EB per ml; **Testet ved > 1x10 6 celler eller viruspartikler per ml; ***Testet ved 1x10 6 genomiske ekvivalenter per ml;**** testet ved 1x10 5 TCID 50 /ml CT Q x -forstyrrende stoffer Utførelsen til BD ProbeTec CT Q x -analysen på BD Viper System i ekstraksjonsmodus ble evaluert ved forekomst av mulige interfererende stoffer som kan oppdages i pensel- og/eller urinprøver. Mulige forstyrrende stoffer ble tilsatt i Q x UPT-urin- og vaginale penselprøveblandinger både ved forekomst og fravær av CT-elementærpartikler (30 CT EB/mL in urinblanding og 90 CT EB/mL i penselprøveblanding). Resultatene er oppsummert i tabell 13. 19

Tabell 13: CT Q x -forstyrrende stoffer Tolkning Penselprøve Urin Ingen forstyrrelse observert Blod ( 60%) Sædvæske Slim Reseptfrie vaginale produkter og prevensjonsmidler Hemorroidekrem Vaginale behandlinger på resept Leukocytter (1x10 6 celler/ml) 1x10 6 celler/ml Neisseria gonorrhoeae Blod ( 1%) Sædvæske Slim Antibiotika Smertestillende midler Reseptfrie deodorantsprayer i sprayog pulverform Hormoner Leukocytter Albumin <1 mg/ml Glukose Sur urin (ph 4,0) Alkalisk urin (ph 9,0) Bilirubin 1x10 6 celler/ml Neisseria gonorrhoeae Organismer tilknyttet urinveisinfeksjoner Kan føre til svikt i ekstraksjonskontroll Blod (> 60 %) Ikke relevant (EC) Stabilitet for fersk urin og Q x UPT-urin Ansamlinger med CT-negative urinprøver fra menn og kvinner ble brukt i analytiske eksperimenter for å bidra til stabilitet ved transport og oppbevaring av urin. For fersk urin, ble ansamlinger samtidig tilsatt CT-serovar H og GC-stamme ATCC 19424 ved henholdsvis 45 EB per ml og 150 celler per ml. Ferske urinprøver ble oppbevart enten ved 2 8 C i 1, 3 eller 7 dager; eller ved 30 C i 8, 24 eller 30 timer; eller ved -20 C i 180 dager. På hvert tidspunkt ble prøver tatt ut av oppbevaring og testet med BD ProbeTec CT Q x Assay på BD Viper System i ekstraksjonsmodus. Trettito analysereplikater ble generert for hvert forhold (prøvetype/temperatur/varighet). De forventede resultatene ble oppnådd med CT Q x -analysen under alle de testede forholdene. For Q x UPT-urin, ble prøveansamlinger samtidig tilsatt CT-serovar H og GC-stamme ATCC 19424 ved henholdsvis 45 EB per ml og 150 celler per ml. De tilsatte urinprøveansamlingene ble deretter oppbevart enten ved 2 8 C i 24 timer eller 30 C i 8 timer før overføring til Q x UPT-rør. Q x UPT-prøveansamlingene ble oppbevart enten ved 2 8 C i 14, 21 eller 30 dager; eller ved 30 C i 14, 21 eller 30 dager; eller ved -20 C i 180 dager. På hvert tidspunkt ble Q x UPT-prøver tatt ut av oppbevaring og testet med BD ProbeTec CT Q x Assay på BD Viper System i ekstraksjonsmodus. Trettito analysereplikater ble generert for hvert forhold (prøvetype/temperatur/varighet). De forventede resultatene ble oppnådd med CT Q x -analysen under alle de testede forholdene. Stabilitet for vaginale tørre og utklemte penselprøver Ansamlinger med CT-negativ vaginal penselprøveblanding ble brukt i analytiske eksperimenter for å støtte oppbevarings- og transportstabiliteten for tørre vaginale penselprøver. Ansamlinger ble samtidig tilsatt CT-serovar H og GC-stamme ATCC 19424 for å oppnå henholdsvis 90 EB per ml og 300 celler per ml, når de ble inokulert på pensler og utklemt i CT/GC Q x Swab Diluent. Inokulerte tørre penselprøver ble oppbevart ved enten 2 8 C i 3, 7 eller 14 dager; eller ved 30 C i 3, 7 eller 14 dager; eller ved -20 C i 30, 60 eller 180 dager. På hvert tidspunkt ble tørre penselprøver tatt ut av oppbevaring og utklemt inn i 2 ml CT/GC Q x Swab Diluent og evaluert med BD ProbeTec CT Q x Assay på BD Viper System i ekstraksjonsmodus. Trettito analysereplikater ble generert for hvert forhold (prøvetype/ temperatur/varighet). De forventede resultatene ble oppnådd med CT Q x -analysen under alle de testede forholdene. Ansamlinger med CT-negativ vaginal penselprøveblanding ble brukt i analytiske eksperimenter for å støtte oppbevarings- og transportstabiliteten for utklemte vaginale penselprøver. Ansamlinger ble tilsatt CT-serovar H og GCstamme ATCC 19424 for å oppnå henholdsvis 90 EB per ml og 300 celler per ml. Den tilsatte penselprøveblandingen ble oppbevart ved enten 2 8 C i 7, 14 eller 30 dager; eller ved 30 C i 7, 14 eller 30 dager; eller ved -20 C i 30, 60 eller 180 dager. På hvert tidspunkt ble prøver tatt ut av oppbevaring og testet med BD ProbeTec CT Q x Assay på BD Viper System i ekstraksjonsmodus. Trettito analysereplikater ble generert for hvert forhold (prøvetype/temperatur/ varighet). De forventede resultatene ble oppnådd med CT Q x -analysen under alle de testede forholdene. Stabilitet for endocervikale og uretrale penselprøver Ansamlinger med CT-negativ endocervikal penselprøveblanding ble brukt i analytiske eksperimenter for å støtte oppbevarings- og transportstabiliteten for endocervikale og uretrale penselprøver. Ansamlinger med penselprøveblanding ble tilsatt CT-serovar H og GC-stamme ATCC 19424 ved henholdsvis 90 EB per ml og 300 celler per ml. Ansamlingene ble dispensert i mengder på 2 ml inn i BD-prøverør for å simulere våte endocervikale prøver og oppbevart ved enten 2 8 C i 7, 14 eller 30 dager; eller ved 30 C i 7, 14 eller 30 dager; eller ved -20 C i 30, 60 eller 180 dager. På hvert tidspunkt ble prøver tatt ut av oppbevaring og testet med BD ProbeTec CT Q x Assay på BD Viper System i ekstraksjonsmodus. Trettito analysereplikater ble generert for hvert forhold (prøvetype/temperatur/varighet). De forventede resultatene ble oppnådd med CT Q x -analysen under alle de testede forholdene. Prøvestabilitet etter forhåndsoppvarming Ansamlinger med CT-negativ fersk urin fra menn og kvinner ble brukt i analytiske eksperimenter for å støtte oppbevaringsstabiliteten for forhåndsoppvarmede ferske urinprøver og Q x UPT-urinprøver. Ansamlede prøver ble tilsatt CT-serovar H og GC-stamme ATCC 19424 ved henholdsvis 45 EB per ml og 150 celler per ml, og enten satt til Q x UPT-rør eller latt være ubehandlet som fersk urin. Begge prøvetypene ble forhåndsoppvarmet ved 114 C i 15 minutter og kjølt ned i 15 min. Etter forhåndsoppvarmingen ble prøverør oppbevart ved enten 2 8 C i 1, 3 eller 7 dager; eller ved 30 C i 1, 3 eller 7 dager; eller ved -20 C i 30 eller 180 dager. På hvert tidspunkt ble prøver tatt ut av oppbevaring og testet med BD ProbeTec CT Q x Assay på BD Viper System i ekstraksjonsmodus. Trettito analysereplikater ble generert for hvert forhold (prøvetype/temperatur/varighet). De forventede resultatene ble oppnådd med CT Q x - analysen under alle de testede forholdene. 20